FACULTEIT BIO-INGENIEURSWETENSCHAPPEN

ACADEMIEJAAR 2011 – 2012

TEMPERATUURSONAFHANKELIJKE VARIATIE IN STAM CO2 EFFLUX

BIJ EIKEN (QUERCUS ROBUR L.) TIJDENS DORMANTIE

YENTL DUPON

PROMOTOREN: Prof. dr. ir. KATHY STEPPE, dr. ir. HANS VERBEECK,

TUTOR: ir. JASPER BLOEMEN

MASTERPROEF VOORGEDRAGEN TOT HET BEHALEN VAN DE GRAAD VAN

MASTER IN DE BIO-INGENIEURSWETENSCHAPPEN: BOS- EN NATUURBEHEER

De auteur en de promotoren geven de toelating deze scriptie voor consultatie beschikbaar te

stellen en delen ervan te kopiëren voor persoonlijk gebruik. Elk ander gebruik valt onder de

beperkingen van het auteursrecht, in het bijzonder met betrekking tot de verplichting

uitdrukkelijk de bron te vermelden bij het aanhalen van resultaten uit deze scriptie.

The author and promoters give the permission to use this thesis for consultation and to copy

parts of it for personal use. Every other use is subject to the copyright laws, more specifically

the source must be extensively specified when using results from this thesis.

Gent, juni 2012

Prof. dr. ir. Kathy Steppe dr. ir. Hans Verbeeck

ir. Jasper Bloemen Yentl Dupon

Woord vooraf

In eerste instantie ging ik voor mijn scriptie op onderzoek gaan in de tropische regenwouden

van Yoko en Yangambi (DR Congo) om de bijdrage van lianen in de koolstofcyclus van de

Afrikaanse tropische regenwouden te bepalen. Door een samenloop van omstandigheden werd

deze expeditie een paar dagen voor vertrek afgelast. Ondanks deze grote teleurstelling ben ik

toch bij een onderwerp binnen de koolstofcyclus gebleven. Door mijn liefde voor natuur en

mijn nieuwsgierig karakter naar het functioneren van bomen heb ik mijn hoofd uiteindelijk

over dit boeiende, maar abstracte fenomeen gebroken.

Hierbij wil ik Hans Verbeeck bedanken voor de moeite die hij tevergeefs gedaan heeft om

alles in orde te stellen voor de expeditie en om mij na de ontgoocheling dat duwtje in de rug te

geven zodat ik toch mijn thesis in eerste zit kon indienen.

Speciale dank gaat uit naar Jasper Bloemen, die mij gedurende de experimenten met raad en

daad heeft bijgestaan en waarvan deur altijd open stond. Bedankt voor de hulp, de bespreking

van de resultaten en de boeiende discussies. Ook bedankt om mijn geschreven teksten kritisch

te overlezen. Zonder jou zou dit werk nooit deze vorm en zeker niet de inhoud gehad hebben.

Ook wil ik Geert Favyts bedanken voor de technische hulp bij de opstelling van mijn

experiment en de losse babbels tussendoor. Kathy Steppe voor mijn interesse in de ecologie

doorheen de jaren van mijn opleiding aan de universiteit op te wekken en het overlezen van

deze scriptie. Alsook wil ik al de andere proffen bedanken voor het overdragen van hun

kennis.

Los van de universiteit zou ik in eerste instantie mijn ouders willen bedanken voor de wortels

die ze in mij gelegd hebben, de kans die ze mij gegeven hebben om in Gent te mogen studeren

en de rode draad, steun en opvang doorheen de (verdere) loop van mijn leven. Mijn broer,

Kjel, voor de wegen die hij voor mij heeft opengelegd en de jaren die we samen hebben

doorgebracht. Ook al mijn maten zonder wie het leven in Gent nooit zo leuk zou geweest zijn

en niet in het minste wil ik mijn vriendin, Isaura, een dikke knuffel geven voor de liefde en

warmte waarmee ze me elke dag omhelst.

Yentl.

Samenvatting

Respiratie van het houtige weefsel wordt functioneel opgedeeld volgens twee componenten,

nl. groeirespiratie (Rg) en onderhoudsrespiratie (Rm) (o.a. de Wit et al., 1970). Biochemisch

zijn deze niet van elkaar te onderscheiden. Echter, Rg vindt uitsluitend tijdens het groeiseizoen

plaats en Rm continu onafhankelijk van de seizoenen. Hierdoor wordt Rm geschat tijdens het

dormante seizoen als representatie genomen voor Rm doorheen de seizoenen. Hiervoor wordt

tijdens het dormante seizoen de CO2 efflux van het houtige weefsel (ECO2) ingesloten door de

cuvette gemeten met de veronderstelling dat deze gelijk is aan Rm van dat weefsel. Echter, uit

onze studie bleek de CO2 efflux van het stamsegment (Estam) ingesloten door de cuvette

depressies te vertonen tijdens belichting van vier 10 cm lange stamsegmenten volgens een

hoogtegradiënt boven de cuvette en dit tijdens de dormante periode en bij een constante

temperatuur. Temperatuursonafhankelijke variaties van Estam werden in de literatuur verklaard

door enerzijds de invloed van de sapstroom (Martin et al., 1994). Anderzijds zou een daling

van de waterinhoud van de cellen in het stamweefsel resulteren in een lagere

respiratiesnelheid (Wang et al., 2003). Echter, gedurende de experimenten was het

plantmateriaal bladloos waardoor er geen sapstroom was en het bijgevolg onwaarschijnlijk

was dat er reducties in de waterinhoud van de cellen in de stam plaats kon vinden tijdens

periodes van hoge transpiratie ter hoogte van de bladeren. In een studie van Saveyn et al.

(2006) werd gesuggereerd dat fotosynthese in houtige weefsels een niet te onderschatten

effect heeft op de Estam bij dormante bomen. Immers, door het optreden van fotosynthese in de

belichte stamsegmenten is het aanneembaar dat de CO2 concentratie daar daalt. De cuvette,

alsook de andere stamdelen waren in ons experiment bedekt met verschillende lagen

aluminiumfolie waardoor er daar geen CO2 fixatie kon plaatsvinden. Volgens de diffusiewet

van Fick resulteert een dergelijke concentratiegradiënt in een axiaal transport van intern CO2

van de plaats van Estam meting naar de plaats van CO2 fixatie en bijgevolg in een daling van

Estam. Bovendien bleek naarmate de afstand van het belichte stamsegment tot de cuvette

toenam, de fractie van axiaal getransporteerd CO2 weg van de plaats van Estam meting af te

nemen. Hieruit werd geconcludeerd dat door het inpakken van een boom over een

welbepaalde afstand boven en onder de cuvette ECO2 na een voldoende lange periode Rm zal

benaderen. Meer onderzoek zou uitgevoerd moeten worden om voor een bepaalde boomsoort,

leeftijd en de plaats van ECO2 meting, de duur en afstand waarover men moet inpakken bij een

bepaalde lichtintensiteit te achterhalen waarbij fotosynthetische refixatie in het houtige

weefsel geen impact meer heeft op de schatting van Rm aan de hand van ECO2 metingen.

Inhoudsopgave

Lijst van afkortingen en symbolen .............................................................................................. i

1 Introductie .......................................................................................................................... 1

2 Intern CO2 in de stam afkomstig van respiratie .................................................................. 4

2.1 Inleiding................................................................................................................................... 4

2.2 Stamrespiratie als een bron van interne CO2 in de stam .......................................................... 5

2.2.1 Aandeel respirerende cellen ............................................................................................ 5

2.2.2 Metabolische activiteit van de respirerende cellen ......................................................... 6

2.3 Sinks van intern CO2 ............................................................................................................. 13

2.3.1 Radiale CO2 diffusie naar de atmosfeer ........................................................................ 14

2.3.2 Opname in de sapstroom ............................................................................................... 16

2.3.3 Fotosynthetische refixatie van intern CO2 ..................................................................... 17

2.4 Kwantificatie van respiratie op basis van CO2 efflux metingen ............................................ 20

3 Materiaal en methodes ..................................................................................................... 24

3.1 Plantmateriaal en groeikamer condities ................................................................................. 24

3.2 Stamtemperatuur ................................................................................................................... 25

3.3 Bepaling van de CO2 efflux ................................................................................................... 25

3.4 Impact van fotosynthetische refixatie op de CO2 efflux ........................................................ 27

3.5 Temperatuurrespons van de CO2 efflux ................................................................................ 29

3.6 Bepaling van variaties in stamdiameter en sapstroom ........................................................... 30

3.7 Chlorofylconcentratie ............................................................................................................ 31

3.8 Data analyse .......................................................................................................................... 32

4 Resultaten ......................................................................................................................... 33

4.1 Klimatologische gegevens groeikamer en plantmateriaal ..................................................... 33

4.2 Groei en sapstroom ................................................................................................................ 33

4.3 Chlorofylconcentratie ............................................................................................................ 34

4.4 Respons van de CO2 efflux op fotosynthetische refixatie ...................................................... 35

4.5 Temperatuursrespons van de CO2 efflux ............................................................................... 37

5 Discussie ........................................................................................................................... 42

5.1 Temperatuursonafhankelijke variatie van de CO2 efflux ...................................................... 42

5.2 Implicaties voor de bepaling van de onderhoudsrespiratie ................................................... 46

5.3 Temperatuursrespons van de CO2 efflux ............................................................................... 49

6 Conclusie .......................................................................................................................... 52

7 Referenties ........................................................................................................................ 54

i

Lijst van afkortingen en symbolen

Afkortingen

AICc Akaike information criterion

BPP bruto primaire productie

CUE carbon use efficiency

DIC opgeloste anorganische koolstof

EPDM ethyleen–propyleen–dieen monomeer

IRGA infrared gas analyser

LVDT linear variable displacement transducer

NPP netto primaire productie

PAR fotosynthetisch actieve straling

PVC polyvinylchloride

Rd donkerrespiratie

Rg groeirespiratie

Rl lichtrespiratie

Rm onderhoudsrespiratie

RH relatieve vochtigheid

WUE water use efficiency

Symbolen Beschrijving Eenheid

[CO2] CO2 concentratie in de gasfase (%)

[CO2*] DIC concentratie in de oplossing (mmol l-1

)

Δ[CO2] CO2 concentratiegradiënt in de gasfase (μmol mol-1

of

μmol m-3

)

ΔS opslag van CO2 in de stam (μmol m-3

s-1

)

A stamoppervlak (m2)

A663.6 absorbantie bij golflengte 663.6 nm (-)

A646.6 absorbantie bij golflengte 663.6 nm (-)

Ca concentratie chlorofyl a (µg ml-1

)

Cb concentratie chlorofyl b (µg ml-1

)

D diffusiecoëfficiënt (m2 s mmol

-1 of

s m-1

)

ii

Da luchtdebiet (l min-1

)

Ea Arrhenius activatie energie (J mol-1

)

ECO2 CO2 efflux van houtige weefsel (μmol m-2

s-1

of

μmol m-3

s-1

)

ECO2(20) CO2 efflux bij 20 °C (μmol m-2

s-1

of

μmol m-3

s-1

)

Estam stam CO2 efflux (μmol m-2

s-1

of

μmol m-3

s-1

)

ET export van opgeloste CO2 in sapstroom (μmol m-3

s-1

)

F sapstroomsnelheid (g s-1

)

FT transport flux van CO2 in de sapstroom (μmol m-3

s-1

)

IT import flux van opgelost CO2 in sapstroom (μmol m-3

s-1

)

k reactiesnelheid (μmol m-3

s-1

)

K aciditeitsconstante (-)

KH constant van Henry (-)

pCO2 partieeldruk van CO2 (Pa)

Pin geleverde vermogen (W)

Q10 relatieve wijziging in snelheid bij een

temperatuurswijziging van 10° (-)

Qf warmteflux in de sapstroom (W)

Qr radiale warmteflux (W)

Qv verticale warmteflux (W)

R som van de diffusieweerstanden van de (m2 s mmol

-1 of

verschillende weefsellagen s m-1

)

RS respiratiesnelheid (μmol m-3

s-1

)

RS(Tr) respiratiesnelheid bij een referentietemperatuur Tr (μmol m-3

s-1

)

Ru universele gasconstante (J mol-1

K-1

)

R2 determinatie coëfficiënt (-)

T temperatuur (°C of K)

Ta atmosferische temperatuur (°C)

Tr referentie temperatuur (°C)

Tst stamtemperatuur (°C)

1

1 Introductie

Terrestrische ecosystemen dragen door hun koolstofopslag, water – en energiehuishouding in

grote mate bij tot de klimaatregulatie (Millennium Ecosystem Assessment, 2005). Tijdens het

onderzoek naar de regulerende functie van terrestrische ecosystemen wordt vaak gekeken naar

hun koolstofbalans. De grens tussen netto koolstofopslag of – afgifte in een bosecosysteem, is

in sommige gevallen vaag. Autotrofe organismen spelen hierin een belangrijke rol. Zo wordt

door planten atmosferische koolstof opgenomen en tijdelijk opgeslagen in hun weefsels

tijdens het fotosyntheseproces en deels terug gerespireerd of geïnvesteerd in de opbouw van

nieuwe celstructuren. De respiratie die plaats vindt in alle levende cellen van een boom wordt

aanzien als de bepalende factor of een ecosysteem functioneert als een netto sink of source

van koolstof. Immers, de bijdrage van autotrofe respiratie werd 40 tot 60% van de bruto

fotosynthese in koude gematigde bossen geschat en tot 90% in tropische ecosystemen

(Larcher, 2003). De respiratie van het houtige weefsel draagt bij tot één derde van de totale

koolstofuitstoot van een gematigd, bladverliezend bos (Damesin et al., 2002). Op boomniveau

is de energiekost om houtige componenten aan te maken hoger in vergelijking met de kost

voor de productie van bladeren. Echter, door de langere levensduur van de houtige

componenten wordt deze hogere investering deels gecompenseerd. Bovendien werd

aangetoond dat het houtige weefsel een efficiënte manier bezit om intern CO2 te refixeren

(Aschan, 2003). Zo kan fotosynthetische refixatie van intern CO2 voor 60 tot meer dan 90%

het potentiële respiratorische koolstofverlies compenseren (Teskey et al., 2008). Accurate

metingen van de gerespireerde CO2 van het houtige weefsel zijn dus van cruciaal belang om

betrouwbare uitspraken te maken omtrent de koolstofbalans van een ecosysteem en om de

klimaatsverandering in kaart te brengen.

Metingen van de hoeveelheid gerespireerde CO2 van het houtige weefsel van bomen worden

uitgevoerd door de meting van CO2 efflux (ECO2) met behulp van een cuvette rond een stam-

of taksegment (Teskey et al., 2008). Deze methode veronderstelt echter dat het houtige

weefsel binnen de cuvette de enige bron van CO2 is en dat alle gerespireerde CO2 via radiale

diffusie doorheen het houtige weefsel aan de atmosfeer wordt afgegeven. Studies toonden

echter aan dat de radiale diffusie van CO2 van de plaats van respiratie doorheen het houtige

weefsel naar de atmosfeer niet de enige manier is om gerespireerde CO2 te transporteren (o.a.,

2

Boysen-Jensen, 1933; Johannson, 1933; Maier & Clinton, 2006; Hölltä & Kolari 2009).

Bovendien bleek dat de CO2 in het stamsegment ingesloten door de cuvette niet enkel van

lokaal levende cellen afkomstig is (Levy et al., 1999; Teskey & McGuire, 2007). Uitgaande

van de kennis die men tegenwoordig heeft over de verschillende sinks en sources van intern

CO2 in de stam werd door Teskey & McGuire (2004) een massabalans model opgesteld.

Hierin kan het interne CO2 in een stamsegment radiaal naar de atmosfeer diffunderen, tijdelijk

opgeslagen worden in het stamsegment of opgelost in de sapstroom getransporteerd worden.

Respiratie van het houtige weefsel wordt opgedeeld volgens een functioneel model in

enerzijds groeirespiratie (Rg) en anderzijds onderhoudsrespiratie (Rm) (o.a. de Wit et al.,

1970). Daar deze twee componenten biochemisch niet te onderscheiden zijn, wordt bij de

inschatting ervan berust op indirecte en ruwe methodes. Groeirespiratie vindt uitsluitend

tijdens het groeiseizoen plaats, terwijl de levende cellen in het stam- en takweefsel continu

respireren om energie te voorzien voor hun onderhoud. Hierdoor wordt Rm geschat door de

meting van ECO2 tijdens het dormante seizoen gebruik makend van een cuvette rond een stam-

of taksegment. Deze Rm wordt als representatie genomen voor de Rm doorheen de seizoenen.

Hierbij wordt verondersteld dat de gemeten ECO2 tijdens het dormante seizoen gelijk is aan

Rm. De fractie van de totale respiratie gemeten tijdens het groeiseizoen, die Rm overschrijdt

wordt als inschatting van de groeirespiratie genomen. Om de factoren die respiratie

beïnvloeden beter te begrijpen en modellen op te stellen om betrouwbare schattingen van de

respiratie van een ecosysteem te maken, is een goede schatting van de onderhoudsrespiratie

bijgevolg van groot belang.

In een studie van Saveyn et al. (2006) over niet-temperatuur gerelateerde variaties in stam

CO2 efflux (Estam), gemeten met een cuvette rond een stamsegment, werd gesuggereerd dat

fotosynthese in houtige weefsels een niet te onderschatten effect heeft op de CO2 efflux bij

dormante bomen. Door assimilatie van intern CO2 bij belichting van het stamgedeelte boven

en onder de cuvette daalde daar de CO2 concentratie. Hierdoor ontstond een

concentratiegradiënt tussen de cuvette en de belichte stamdelen, wat een verklaring gaf voor

de geobserveerde daling in de stam CO2 efflux. Uitgaande van deze waarneming zal in deze

scriptie de relatie tussen fotosynthese in houtige weefsels en de stam CO2 efflux verder

onderzocht worden voor dormante bomen. Hierbij zal nagegaan worden in welke mate de

daling van Estam wordt bepaald door de afstand tussen het stamsegment waar Estam wordt

3

gemeten en het stam segment waar CO2 wordt geassimileerd door fotosynthese in houtige

weefels. Daarnaast zal tijdens een additioneel experiment nagegaan worden in welke mate

fotosynthese in houtige weefsels een invloed heeft op de relatie tussen stamtemperatuur en

Estam. Een correcte parameter schatting voor deze relatie is dan ook cruciaal voor een correcte

bepaling van de onderhouds- en groeirespiratie van stamweefsels gedurende het groeiseizoen.

In deze scriptie werd eerst een literatuurstudie uitgevoerd naar CO2 intern in de stam. Hierin

zal duidelijk worden welke factoren een invloed hebben op het respiratieproces en welke

wegen het gerespireerde CO2 kan inslaan. Ook wordt de kwantificatie van respiratie uitgaande

van ECO2 metingen met behulp van een cuvette rond een stam of taksegment besproken.

Daarna wordt de impact die fotosynthetische refixatie van intern CO2 door fotosynthese van

het houtige weefsel op Estam uitgelegd. Hierbij wordt eerst een overzicht gegeven van de

gebruikte materialen en de gehanteerde methodes, waarna de resultaten hiervan worden

weergegeven. Deze zullen vervolgens besproken worden en hieruit werden conclusies

getrokken.

4

2 Intern CO2 in de stam afkomstig van respiratie

2.1 Inleiding

Respiratie, of ademhaling is een essentieel levensproces voor autotrofe organismen, zoals

planten en bacteriën die hun organische stoffen zelf kunnen aanmaken met als primaire

energiebron anorganische stoffen of licht. Vooral tijdens de nacht, maar ook overdag, worden

de aangemaakte organische stoffen tijdens het respiratieproces onder invloed van zuurstof

(O2) omgezet tot koolstofdioxide (CO2) en waterdamp (H2O). De energie die opgeslagen zit in

ondermeer suikers, vetten en malaat komt tijdens deze omzetting vrij en wordt benut bij groei-

en onderhoudsprocessen. Ondanks het feit dat de biochemie omtrent respiratie bijna volledig

gekend is, is de kennis over de respiratie in stammen, twijgen en takken echter beperkt

(Damesin, 2003). Respiratie van het houtige weefsel aanwezig binnen een ecosysteem is zeer

belangrijk daar het 33-37% van het totale koolstofverlies (Janssens et al., 2001) en tot 50%

van de bovengrondse autotrofe respiratie bepaald (Edwards et al., 1981).

Naast de uitstoot van CO2 assimileren bomen onder invloed van licht CO2 onder de vorm van

suikers en wordt als bijproduct O2 vrijgesteld. Fotosynthese vindt plaats in de chloroplasten of

bladgroenkorrels die zich in alle groene structuren van een plant of boom bevinden. Bijgevolg

kunnen bladeren, reproductieve organen (Weis et al., 1988; Blanke & Lenz, 1989), het stam-

en takweefsel (Nilsen, 1995) en zelfs de wortels (Benzing et al., 1983; Hew et al., 1984;

Kitaya et al., 2002) fotosynthetisch actief zijn. Verhoute stammen, takken, twijgen, vruchten

en groene bloemen vertonen een efficiënte interne CO2 cyclus waarbij gerespireerde CO2

intern getransporteerd en terug geassimileerd wordt (Aschan & Pfanz, 2003). Zo kunnen

eenjarige twijgen van een beuk (Fagus sylvatica L.) 63 g koolstof assimileren tijdens de

dormante periode (Damesin, 2003). Dit is niet niets rekening houdend dat twijgen slechts 1%

van de houtige bovengrondse biomassa van een boom zijn (Ottorini & Le Goff, 1998)

In de hiernavolgende secties van deze literatuurstudie zal dieper ingegaan worden op de

factoren die het respiratieproces in stammen beïnvloeden. Vervolgens zullen de sinks van

intern CO2 in de stam onderzocht worden, waarbij fotosynthetische refixatie in detail wordt

behandeld en ten slotte hoe respiratie gekwantificeerd wordt.

5

2.2 Stamrespiratie als een bron van interne CO2 in de stam

Het intern CO2 in een stam is enerzijds aanwezig als gas in de intercellulaire ruimten, binnen

de poriën van de celwand en in het lumen van de cel (Gartner et al., 2004) en anderzijds komt

het opgelost in het xyleemsap voor (Teskey et al., 2008). Het CO2 die intern in een stam

aanwezig is kent drie bronnen. Ten eerste wordt anorganisch koolstof opgelost in het

bodemwater geabsorbeerd door de wortels (o.a., Livingston & Beall, 1934; Arteca &

Poovaiah, 1982; Amiro & Ewing, 1992). Het geabsorbeerde sap wordt in de wortels verder

verrijkt met CO2 afkomstig van de respiratie in de wortels en wordt met de transpiratiestroom

naar de stam, takken en bladeren getransporteerd (Teskey & McGuire, 2007). De grootste

bron van intern CO2 in de stam is echter afkomstig van de respiratie van de levende cellen

aanwezig in het stamweefsel. De hoeveelheid gerespireerde CO2 die in de stam vrijkomt

wordt enerzijds bepaald door de hoeveelheid respirerende cellen in de stam en anderzijds door

de metabolische activiteit van de respirerende cellen (Teskey et al., 2008).

2.2.1 Aandeel respirerende cellen

Stamrespiratie vindt uitsluitend plaats in levende cellen die hoofdzakelijk terug te vinden zijn

in het floëem van de binnenste schorslaag en het vasculair cambium en in mindere mate ook

in de xyleemstralen van het spinthout. Het kernhout en de buitenste schorslaag bevatten

daarentegen geen levende cellen (Fig. 2.1). Volgens Siau (1984) is het aandeel levende cellen

in het floëem en het cambium 50%, terwijl het spinthout slechts 5% levende cellen bevat.

Stockfors & Linder (1998) vonden dat het volume levende cellen in het xyleem van Picea

abies L. Karst. 0.89% van het totale xyleemvolume was, terwijl het aandeel levende cellen in

het floëem 20.9% van het totale floëemvolume bedroeg.

Ondanks het lagere proportioneel aandeel levende cellen in het xyleemweefsel kan bij grotere

bomen het aandeel levende cellen in het xyleem groter zijn dan het aandeel levende cellen in

het floëem en cambium, door een lagere verhouding van floëem en cambium volume tot het

xyleemvolume. Zo vond Ryan (1990) voor Pinus Contorta var. Latifolia Engelm. en Picea

engelmanii Parry met een diameter op borsthoogte van 4 - 40 cm, dat 80% van het totaal

levende celvolume zich in het xyleem bevond. Ook uit een studie van Ceschia et al. (2002) op

de stam van Fagus sylvatica L. bleek dat het aandeel levende cellen in het xyleem groter was

6

dan de fractie levende cellen aanwezig in de binnenste schorslagen (d.i. het floëem en

vasculair cambium). Stockfors & Linder (1998) vonden daarentegen dat bij de Picea abies L.

Karst. het xyleem slechts 20% van het totaal levende celvolume bevatte.

Figuur 2.1: Anatomische opbouw van een stam (naar Raven et al., 1992).

Om te bepalen welke weefsels het meest bijdragen tot het respiratieproces werd door

verschillende onderzoekers (Zabuga & Zabuga, 1990; Pruyn et al., 2002a; Pruyn et al.,

2002b; Bowman et al., 2005) de hoeveelheid CO2 die via radiale diffusie doorheen de

afzonderlijke weefsellagen naar de atmosfeer diffundeert gemeten, waaruit bleek dat de

binnenste schors het meest metabolisch actieve stamweefsel was.

2.2.2 Metabolische activiteit van de respirerende cellen

Groei- en onderhoudsrespiratie

Respiratie van het houtige weefsel kan functioneel opgedeeld worden in twee componenten,

nl. groeirespiratie en onderhoudsrespiratie (de Wit et al., 1970; McCree, 1970; Thornley,

1970; Hesketh et al., 1971). Tijdens de groeirespiratie wordt de vrijgemaakte energie

geïnvesteerd in de synthese van nieuwe biomassa. Groeirespiratie vindt uitsluitend plaats

tijdens het groeiseizoen en is vooral geassocieerd met de activiteit van het cambium en het

floëem (Penning de Vries et al., 1974). Daarentegen wordt de energie vrijgemaakt tijdens de

7

onderhoudsrespiratie gebruikt voor de aanmaak en afbraak van proteïnen (protein turnover)

en het onderhoud van ionen, metabolieten en cellulaire structuren. De onderhoudsrespiratie

vindt continu plaats in alle levende cellen, tijdens zowel het dormante als het groeiseizoen

(Penning de Vries, 1975).

Het scheiden van de respiratie in een onderhouds- en groeifractie is in de praktijk moeilijk,

doordat beide bronnen van gerespireerde CO2 biochemisch niet te onderscheiden zijn

(Amthor, 1984). Hierdoor moet er tijdens het onderzoek van deze twee componenten

gesteund worden op ruwe, indirecte methoden. Een veel gebruikte methode voor bomen

bestaat erin de respiratie tijdens het dormante seizoen als representatie van de

onderhoudsrespiratie doorheen de seizoenen te nemen en elke fractie die deze

onderhoudsrespiratie overschrijdt te koppelen aan groeirespiratie (o.a., Sprugel, 1990;

Edwards & Hanson, 1995; Lavigne, 1996; Damesin, 2003; Wieser & Bahn, 2004). Ryan et al.

(1990) rapporteerden de bijdrage van de onderhoudsrespiratie van de stam 40 tot 60% van de

totale stamrespiratie voor sparren (Picea sp.) en dennen (Pinus sp.) gedurende het vegetatieve

seizoen. Damesin (2003) vond dat de onderhoudsrespiratie van Fagus sylvatica L. twijgen

voor 55% van de totale respiratie van de twijgen instaat.

Doordat de groeirespiratie enkel plaats grijpt onder klimatologisch gunstige condities, zoals in

het groeiseizoen, is gedurende de lente en de zomer de hoeveelheid gerespireerde CO2 of de

respiratiesnelheid hoger in vergelijking met de respiratiesnelheid tijdens het dormante

seizoen. Het verschil tussen de respiratiesnelheid tijdens de verschillende seizoenen wordt

verder versterkt doordat de onderhoudsrespiratie sterk beïnvloed wordt door de temperatuur,

aangezien de enzymwerking tijdens respiratie sterk temperatuursafhankelijk is (Thornley &

Johnson, 1990).

Temperatuur

Temperatuur beïnvloedt de metabolische processen daar het een effect heeft op de

reactiekinetiek van chemische processen en het de activiteit van de betrokken enzymen

bepaalt. Het effect van een toenemende temperatuur op de reactiesnelheid wordt weergegeven

door de Arrhenius vergelijking:

8

TR

Eak

u

aexp (2.1)

Met k de reactiesnelheid bij temperatuur T (K), a een constante, Ea is de Arrhenius activatie

energie voor een gegeven reactie (J mol-1

) en Ru is de universele gasconstante (8.314 J K-1

mol-1

) (Thornley & Johnson, 1990). De Arrhenius vergelijking is geldig voor ieder

temperatuursafhankelijke reactie, echter de relatie tussen de respiratiesnelheid en de

temperatuur werd in vele studies (Lavigne, 1987; Stockfors & Linder, 1998; Damesin, 2003;

Saveyn et al., 2006; Hölltä & Kolari, 2009) beschreven door middel van een Q10 functie:

1010rTT

rSS QTRR

(2.2)

Met RS de respiratiesnelheid (μmol m-3

s-1

) bij een temperatuur T (°C of K), RS(Tr) de

respiratiesnelheid bij een referentietemperatuur Tr (°C of K) en Q10 de relatieve stijging in

respiratiesnelheid bij een temperatuurstoename van 10 °C. Volgens Amthor (1994) is Q10 bij

lage temperaturen ongeveer 3 en neemt af bij een toenemende temperatuur. Binnen het

biologisch relevante temperatuursbereik is Q10 ongeveer 2 (Amthor, 1989). Tijdens de

ontwikkeling van een natuurlijk ecosysteemmodel met betrekking tot de koolstof of energie

uitwisseling werd Q10 bijgevolg vaak gelijk aan 2 gesteld.

Echter, aan de ondergrens van het biologisch relevante temperatuursbereik zal een toename in

temperatuur een groter effect hebben op de respiratiesnelheid, doordat er de enzymatische

activiteit bij die temperaturen sterk gelimiteerd is. Bij de bovengrens van het

temperatuursbereik zal een extra temperatuurstoename maar weinig effect hebben op de

respiratiesnelheid doordat fysische processen, zoals de diffusiesnelheid belangrijker worden

(Larcher, 2003). Bij temperaturen boven de 50 °C gaan de biochemische reacties zo snel dat

het substraat en de metabolieten de snelle turnover van energie en materie niet kunnen

bijhouden, waardoor er een plotse daling in de respiratiesnelheid plaatsvindt (Fig. 2.2)

(Amthor, 1994). Hieruit kan bijgevolg geconcludeerd worden dat over het fysiologisch

temperatuursbereik Q10 van enzymatische reacties niet constant is.

9

Figuur 2.2: Relatie tussen de relatieve respiratiesnelheid (Q10) en de weefseltemperatuur. De weergegeven

relatie tussen de respiratiesnelheid en de stamtemperatuur is enkel geldig voor temperatuurswijzigingen

op korte termijn. Wijzigingen in temperatuur op langere termijn kunnen immers resulteren in een

acclimatisatie van de plant, dewelke een invloed heeft op de respiratie (naar Amthor, 1994).

Bovendien wordt in het Q10 model geen rekening gehouden met de tijdsvertraging van de

respons van de CO2 efflux (ECO2) op een wijzigende weefseltemperatuur. Zo toonden Hölltä

& Kolari (2009) aan dat de respons van de stam CO2 efflux (Estam) van een Pinus sylvestris L.

op een stijgende omgevingstemperatuur in de grootte-orde van een half uur was nabij de

bladbiomassa tot uren aan de stambasis. Ryan et al. (1995) vonden dat de respons van Estam op

een stijgende temperatuur in het spinthout van vier 21 tot 51 jaar oude coniferen 5h na-ijlde.

Lavigne et al. (1996) vonden een tijdsvertraging van 1.75h tussen de stamtemperatuur en de

Estam in 10 tot 60 jaar oude balsemzilversparren (Abies balsamea L.). Bosc et al. (2003)

vonden dat de ECO2 van de takken van een volwassen Pinus pinaster L. 50 min na-ijlde op de

taktemperatuur. Saveyn et al. (2006) vonden een tijdsvertraging tussen Estam en de

stamtemperatuur van 12 en 18 min voor respectievelijk beuk (Fagus sylvatica L.) en eik

(Quercus robur L.) met kleine diameters. Dergelijke hystereses worden enerzijds verklaard

door de grote weerstand die CO2 tijdens de radiale diffusie doorheen de verschillende

weefsellagen ondervindt, waardoor er een tijdsvertraging heerst tussen het moment van CO2

productie in de levende cellen en het moment waarop het geproduceerde CO2 de stam verlaat

(Eklund & Lavigne, 1995). Anderzijds zou een meting van de stamtemperatuur op één plaats

niet representatief zijn voor de temperatuur van het gehele spinthout (Stockfors, 2000). In de

studie van Saveyn et al. (2006) bleek er geen tijdsvertraging te zijn tussen de CO2

concentratie van het xyleem en de stamtemperatuur, waaruit geconcludeerd werd dat de eerste

verklaring de waargenomen hysterese het best verklaarde. Ook uit het model van Hölltä &

Kolari (2009) bleek de trage respons van de CO2 efflux op wijzigende

10

omgevingstemperaturen te wijten zijn aan de traagheid van de radiale diffusie van CO2

doorheen de stam. Dit impliceert dat de temperatuursafhankelijkheid van de stamrespiratie (de

‘echte’ Q10) groter is dan wat wordt afgeleid van de temperatuursafhankelijkheid van de CO2

efflux (de ‘geschatte’ Q10). Hölltä & Kolari (2009) vonden via een iteratief proces 3.5 als

waarde voor de ‘echte’ Q10 terwijl de ‘geschatte’ Q10 2.5 was. Andere waarden uit de

literatuur voor Q10 variëren van 1 tot meer dan 3 (Paembonan et al., 1991; Ceschia et al.,

2002; Damesin et al., 2002) en zelfs tot boven de 6 (Kim et al., 2007). Bovendien is ook

gebleken dat Q10 dagelijkse en seizoenale variaties vertoont, die niet door

temperatuurswijzigingen te verklaren vallen (o.a., Paembonan et al., 1991; Kaipiainen et al.,

1998; Stockfors & Linder, 1998; Damesin, 2003; Gansert, 2004). Deze studies maakten echter

geen verschil tussen de ‘echte’ en de ‘geschatte’ Q10 en hielden dus geen rekening met de

traagheid van het diffusieproces (Hölltä & Kolari, 2009). Hier moet er op al op gewezen

worden dat schattingen van RS uitgaande van het Q10 model gebruik maken van metingen van

ECO2 in de veronderstelling dat deze gelijk is aan de respiratiesnelheid. In het verdere verloop

van deze literatuurstudie zal blijken dat dit niet altijd het geval is en dat bijgevolg de

gemaakte schattingen van RS bijgevolg niet accuraat zijn.

Nutriëntenbeschikbaarheid

De beschikbaarheid van nutriënten, vooral stikstof (N), heeft een invloed op de

respiratiesnelheid. De aanwezige stikstof in planten komt immers voor 90% voor in proteïnen,

die een hoge energiekost kennen voor hun onderhoud (Penning de Vries, 1975). Echter, uit de

reeds uitgevoerde studies naar het effect van de N-beschikbaarheid op de respiratiesnelheid

bleek de relatie niet altijd eenduidig te zijn. Zo werd door Vose & Ryan (2002) een correlatie

gevonden tussen ECO2 per massa-eenheid en de stikstofconcentratie in Pinus strobus L. tijdens

het dormante seizoen. Lavigne & Ryan (1997) vonden daarentegen geen relatie tussen ECO2

en de stikstofconcentratie in het spinthout van verschillende boreale boomsoorten tijdens het

tijdens dezelfde periode.

Ook in de studies naar het effect van N-bemesting op ECO2 kon geen eenduidig antwoord

gevonden worden. Zo werd door Maier et al. (1998) een hogere Estam per volume-eenheid

spinthout gevonden tijdens het dormante seizoen van bemeste Pinus taeda L. bomen.

Stockfors & Linder (1998) vonden daarentegen geen effect van de stikstofconcentratie in de

11

stam op de onderhoudsrespiratie per eenheid levend celvolume in bemeste Picea abies L.

Karst. bomen. Ryan et al. (1996) vonden ook weinig effect van bemesting op de

onderhoudsrespiratie van de stam per volume-eenheid spinthout in Pinus radiata D. Don.

bomen. Volgens Maier (2001) zou de groeirespiratie toenemen met een toenemende N-

beschikbaarheid, als en slechts als de groeisnelheid toeneemt met een toenemende N-

beschikbaarheid. Echter, het bleek dat een toenemende Estam onder bemesting vooral het

resultaat was van een toenemende groeisnelheid en niet echt beïnvloed werd door

veranderingen in de stikstofconcentraties van het stamweefsel (Stockfors & Linder, 1998;

Maier, 2001).

Uit deze studies blijkt dat de invloed van de N-beschikbaarheid op de respiratiesnelheid van

de stam nog niet echt duidelijk is. Bovendien werd de respiratiesnelheid bepaald aan de hand

van ECO2 metingen in de veronderstelling dat deze gelijk is aan RS, wat niet noodzakelijk het

geval is. De resultaten van deze studies kunnen bijgevolg ook incorrect zijn.

Waterstatus

De waterstatus van een plant kan een invloed hebben op de respiratiesnelheid van houtige

weefsels. Vooral het groeiproces wordt sterk beïnvloed door de waterstatus, doordat de

celstrekking (Lockhart, 1965) en de aanmaak van de celwand (Proseus & Boyer, 2006)

gecorreleerd is met de turgordruk van de cel. Hierdoor wordt er verwacht dat de

groeirespiratie afneemt als de waterinhoud van de bodem daalt. Bovendien wordt er een

daling in onderhoudsrespiratie verwacht onder droogtestress, door een vertraging in

metabolische activiteit (Amthor & McCree, 1990; Ryan, 1991; Saveyn et al., 2007c).

Niet enkel het uitdrogen van de bodem, maar ook uitputting van de waterreserves van de stam

overdag kunnen droogtestress veroorzaken (Hook et al., 1972). De uitputting van de

waterreserves overdag zijn te wijten aan de tijdsvertraging tussen de stomatale activiteit van

de bladeren en de wateropname door de wortels tijdens het ochtendgloren. Hierdoor ontstaat

tijdelijk een watertekort in de stamweefsels met een daling in de turgordruk van de cellen tot

gevolg, wat resulteert in een tijdelijke afname in groeisnelheid. Hogere groeisnelheden

gedurende de nacht in vergelijking met de groeisnelheid overdag werden door verschillende

onderzoekers reeds gerapporteerd (Boyer, 1968; Schurr et al., 2000; Halter et al., 1996; Solari

12

et al., 2006). Hieruit kan afgeleid worden dat de energievereiste voor het groeiproces hoger

zal liggen gedurende de nacht dan tijdens de dag.

Zuurstofbeschikbaarheid

Doordat er zuurstof geconsumeerd wordt tijdens het aerobe respiratieproces werd er

verondersteld dat de respiratiesnelheid van de levende cellen gelimiteerd kon worden door het

onvoldoende beschikbaar zijn van zuurstof. De invloed van de interne O2 concentratie in

stammen op het respiratieproces is nog onduidelijk, maar er wordt verondersteld dat het

afhankelijk is van het weefseltype. Zo werd er door Van Dongen et al. (2003) aangetoond dat

bij een O2 concentratie van 7% het energiemetabolisme in stammen van Ricinus communis L.

gelimiteerd werd. Bij een verdere daling in O2 concentratie werd het transport in het floëem

bovendien abrupt gestopt. Kimmerer & Stringer (1988) vonden een hogere ethanol

concentratie in het vasculair cambium van verschillende boomsoorten, wat volgens Pfanz et

al. (2002) wijst op anaerobe respiratie. Spicer & Holbrook (2005) vonden bij een artificiële

daling in de O2 concentratie van het xyleem tot zeer onnatuurlijke waarden (< 3%) maar een

klein effect op de O2 consumptie in vier gematigde boomsoorten. Uit deze studies kan

bijgevolg geconcludeerd worden dat een O2 tekort in de stam een invloed kan hebben op de

respiratiesnelheid van het floëem en het cambium, terwijl het effect op de respiratiesnelheid

van het xyleem onwaarschijnlijk is.

Carbohydraten

Slechts enkele studies werden uitgevoerd ter bepaling van de relatie tussen de

beschikbaarheid van koolhydraten en de metabolische activiteit van houtige weefsels. Door

een verhoging van de fotosynthese ter hoogte van de bladeren van Pinus taeda L. zaalingen

werd door Martin et al. (1994) een graduele en niet significante daling van Estam gevonden.

Daudet et al. (2005) vonden daarentegen een graduele stijging van Estam tijdens belichting van

gepotte okkernoot bomen (Juglans regia L.) over een periode van 8 dagen. Een andere

techniek om de impact van de carbohydraat inhoud in stammen op de respiratie te meten

bestaat erin om de boom te ringen (Edwards & McLaughlin, 1978; Martin et al., 1994;

Ogawa, 2006; Johnsen et al., 2007). Uit dergelijke studies bleek ECO2 van het stamgedeelte

boven de ring groter te zijn dan ECO2 van het stamgedeelte onder de ring. Van het onderste

13

stamgedeelte bleek bovendien ECO2 geleidelijk af te nemen met verloop van de tijd. Echter,

het ringen van bomen is een destructieve methode resulterend in een hogere

onderhoudsrespiratie. Bovendien werd door Teskey & McGuire (2005) aangetoond dat door

het mechanisch verwijderen van de schors ECO2 sterk stijgt op de plaats van kwetsuur door het

verwijderen van een grote barrière voor het diffunderend CO2. Bijgevolg, zijn de resultaten

van dergelijke onderzoeken mogelijks meer te wijten aan een hogere ECO2 en niet

noodzakelijk door een hogere respiratiesnelheid, die te wijten zou zijn aan de hogere

aanwezigheid van koolhydraten ter hoogte van het stamgedeelte boven de plaats van ringen.

2.3 Sinks van intern CO2

De CO2 die tijdens het respiratieproces vrij komt intern in de stam, kan ofwel radiaal

doorheen de verschillende weefsels in de stam naar de atmosfeer diffunderen of opwaarts

getransporteerd worden na opname in de sapstroom (Hari et al., 1991; Levy et al., 1999;

Teskey & McGuire, 2004; Teskey et al., 2008). Bovendien kan door fotosynthese van het

houtige weefsel intern CO2 geassimileerd worden (Cernusak & Marshall, 2000; Saveyn et al.,

2006; Wittmann & Pfanz, 2007; Ceralosi et al., 2009). Een schematische weergave van de

belangrijkste sinks voor interne CO2 in een stamsegment worden weergegeven in figuur 2.3.

Hierin wordt het CO2 die radiaal naar de atmosfeer diffundeert, gerefixeerd wordt tijdens

corticulaire fotosynthese en het transport van opgelost CO2 in de sapstroom weergegeven

door respectievelijk nummer 1, 2 en 3. De CO2 fluxen vanuit de binnenste schorslagen, het

cambium, het xyleem en de sapstroom worden weergegeven door de letters a, b, c en d,

respectievelijk.

14

Figuur 2.3: Schematische weergave van de belangrijkste sinks van intern CO2 in een stamsegment van een

boom. (1) diffusie van CO2 naar de atmosfeer vanuit (a) de binnenste schorslaag, (b) het cambium, (c) de

xyleemstralen of (d) geïmporteerd vanuit de sapstroom. (2) refixatie van intern CO2 door corticulaire

fotosynthese. (3) diffusie van CO2 in de sapstroom vanuit (a) de binnenste schorslaag, (b) het cambium of

(c) de xyleemstralen (naar Teskey et al., 2008).

2.3.1 Radiale CO2 diffusie naar de atmosfeer

De CO2 concentratie in de atmosfeer bedraagt ongeveer 338 ppm of 0.04% en is in

vergelijking met de interne CO2 concentratie in de stam van bomen ongeveer 30-750 keer

kleiner (Teskey et al., 2008). Uit metingen bleek immers de stam CO2 concentraties te

variëren van minder dan 1% tot meer dan 26% (o.a., Bushong, 1907; Pfanz & Aschan, 2000;

Pfanz et al., 2002; Teskey & McGuire, 2007; Teskey et al., 2008). Uit de diffusiewet van Fick

(vgl. 2.3) volgt dat door een dergelijke concentratiegradiënt een spontaan diffusieproces

optreedt van een plaats van hoge concentratie naar een plaats van lage concentratie (Jones

1992).

x

CDJ

(2.3)

Met J de massaflux (mol m-2

s-1

), D de diffusiecoëfficiënt (m2 s

-1), ∆C het concentratieverschil

(mol m-3

) en ∆x de diffusieafstand (m). De diffusiecoëfficiënt is de inverse van de weerstand

die een diffunderend molecule tijdens het diffusieproces ondervindt. Uit de diffusiewet van

15

Fick volgt dat de radiale flux van intern CO2 naar de atmosfeer afhankelijk is van de interne

stam CO2 concentratie, de ruimtelijke positie in de stam waar CO2 gerespireerd wordt en de

weerstand die CO2 tijdens de diffusie doorheen de verschillende weefsellagen ondervindt.

De interne stam CO2 concentratie is beduidend groter dan de atmosferische CO2 concentratie,

waaruit men kan concluderen dat de stamweefsels een grote barrière zijn voor CO2 die radiaal

naar de atmosfeer diffundeert (Teskey et al., 2008). Uit studies van Sorz & Hietz (2006) bleek

dat voor verschillende soorten de diffusiecoëfficiënt van O2 in watergesatureerd xyleem lager

was dan de diffusiecoëfficiënt van O2 in zuiver water. Hieruit volgt dat de celwanden van het

stamweefsel een grote barrière zijn voor de gasdiffusie. Bovendien vonden Kramer &

Kozlowski (1979) dat het cambium een significante rem is voor de radiale gasdiffusie naar de

atmosfeer. Dit wordt bevestigd door de concentratiegradiënt die heerst tussen de CO2

concentratie in het xyleemweefsel en de CO2 concentratie in het schorsweefsel. Deze laatste is

immers slechts 0.06 tot 0.17% (Cernusak & Marshall, 2000; Wittmann et al., 2006).

De diffusiecoëfficiënt van CO2 in lucht is 1.6 × 10-5

m2 s

-1, terwijl dit slechts 1.6 × 10

-9 m

2 s

-1

is in water bij 20 °C en 101.3 kPa (Nobel, 1999). Waardoor de diffusie van CO2 doorheen een

waterige fase minder efficiënt is in vergelijking met diffusie van CO2 doorheen een gasfase.

Bijgevolg zal de diffusie van CO2 doorheen de gasfase dominant zijn tijdens de radiale

diffusie van CO2 doorheen de stam (Teskey et al., 2008). Bovendien is de diffusiecoëfficiënt

afhankelijk van de gasinhoud van de stam. Zo vonden Sorz & Hietz (2006) dat de

diffusiecoëfficiënt van O2 doorheen de stam vijf tot 13 keer groter was in Picea abies L.,

Taxus baccata L. en Quercus robur L., 36 keer groter in Fraxinus excelsior L. en ongeveer

1000 keer groter in Carpinus betulus L. en Fagus sylvatica L. bij een gasvolume van 40% in

vergelijking met de diffusiecoëfficiënt bij een gasinhoud van 15%.

Doordat de diffusie van CO2 veel sneller verloopt doorheen lucht dan in water, zullen

dagelijkse (Hook et al., 1972) en seizoenale (MacDougal et al., 1929; Pausch et al., 2002)

variaties in de waterinhoud van het xyleem, cambium en de schors een belangrijke impact

hebben op de diffusiesnelheid van CO2 doorheen de stam. Immers, tijdens de uitputting van

de waterreserves in het stamweefsel overdag zal de diffusie van CO2 naar de atmosfeer sneller

verlopen in vergelijking met de diffusie van CO2 tijdens de nacht. Volgens MacDougal et al.

(1929) is de gasinhoud van een boom het hoogst tijdens de zomer door de grote hoeveelheid

16

getranspireerd water ter hoogte van het bladoppervlak en de hoge productie van gas tijdens

het respiratieproces. Daarentegen is de gasinhoud het laagst tijdens de herfst en de lente. Deze

seizoenale variaties zijn het meest uitgesproken bij bladverliezende bomen, aangezien er geen

sapstroom optreedt gedurende het dormante seizoen. De seizoenale variaties in de

diffusieweerstand worden verder versterkt door een afnemende protoplasmatische viscositeit

en de verdikking van de celwanden door afharding tijdens de winter in vergelijking met de

dunnere celwanden van het actief delende cambium en de nieuw gevormde cellen van het

xyleem en floëem, die een efficiëntere gasuitwisseling toelaten, tijdens de lente (Joseph &

Kelsey, 2004).

Het gerespireerde CO2 diffundeert doorheen een complex van water, lucht en celwanden van

verschillende weefseltypes. Hierdoor kan de diffusiecoëfficiënt uitgedrukt worden als de som

van de diffusiecoëfficiënten van de verschillende weefsels waarover diffusie plaatsvindt. De

wet van Fick kan bijgevolg herschreven worden als (Pfanz & Aschan, 2001):

R

COECO

22

(2.3)

Met ECO2 de flux van CO2 uit de stam of tak (µmol m-2

s-1

), ∆[CO2] het verschil tussen de

stam CO2 concentratie en de atmosferische CO2 concentratie (µmol mol-1

) en R de som van

een serie diffusieweerstanden voor de verschillende weefsels waarover diffusie plaatsvindt

(m2 s mol

-1).

2.3.2 Opname in de sapstroom

Door de transpiratie van water ter hoogte van de bladeren ontstaat er een opwaarts transport

van water en opgeloste ionen in het xyleemweefsel. Reeds in het begin van de 20ste

eeuw

werd er door Boysen-Jensen (1933) en Johansson (1933) gespeculeerd dat de

transpiratiestroom een belangrijke impact kon hebben op de interne CO2 concentratie. De

respirerende cellen in de xyleemstralen liggen immers nabij de vaten gebruikt voor het

watertransport doorheen een boom. De fractie van het intern gasvormig CO2 die met de

transpiratiestroom opwaarts getransporteerd wordt is afhankelijk van de oplosbaarheid van

CO2 in het xyleemsap. Volgens de wet van Henry is de oplosbaarheid van een gas in een

17

oplossing bij een bepaalde temperatuur proportioneel met de druk van het gas boven de

oplossing (Stumm & Morgan, 1996):

22211*2

)10(101 pCOK

KKKCO HpHpH

(2.4)

Waarbij [CO2*] (mol L

-1) de totale hoeveelheid opgelost anorganische koolstof (DIC) in de

oplossing is, d.i. de som van [CO2]aq., [H2CO3], [HCO3- ] en [CO3

2-]. K1 en K2 zijn

respectievelijk de eerste en tweede aciditeitsconstanten, KH de constante van Henry (mol L-1

atm-1

) en pCO2 de partieeldruk van CO2 boven de oplossing (atm). Gebruik makend van de

wet van Henry is het mogelijk uitgaande van de CO2 concentratie in de gasfase DIC in het

xyleemsap te bepalen (McGuire & Teskey, 2002). De oplosbaarheid van CO2 in de sapstroom

is bijgevolg afhankelijk van de CO2 concentratie in de gasfase in evenwicht met het

xyleemsap, de temperatuur en de zuurtegraad (pH).

2.3.3 Fotosynthetische refixatie van intern CO2

Volgens Aschan & Pfanz (2003) kan fotosynthese in het houtige weefsel opgedeeld worden in

de netto fotosynthese van groene stammen en twijgen, schors en corticulaire fotosynthese en

hout fotosynthese. In tegenstelling tot de netto fotosynthese van groene stammen en twijgen

wordt tijdens de corticulaire, schors en hout fotosynthese geen atmosferische CO2 gefixeerd,

maar treed interne refixatie van gerespireerd CO2 op. Fotosynthetische refixatie van intern

CO2 wordt uitgedrukt als een fractie van het CO2 die gerespireerd wordt tijdens de

donkerrespiratie en wordt gekwantificeerd aan de hand van ECO2 metingen tijdens de donker

(Rd) en lichtrespiratie (Rl) (Cernusak & Marshall, 2000):

100%

d

ld

R

RRrefixatie (2.5)

Fotosynthetische refixatie van intern CO2 kan voor 60 tot 90% het potentiële respiratorische

koolstofverlies compenseren (o.a., Coe & McLaughlin, 1980; Kaipiainen et al., 1998; Levy &

Jarvis, 1998; Wittmann et al., 2001; Cernusak et al., 2006). Berveiller et al. (2007) vonden in

sommige gevallen zelfs waarden van fotosynthetische refixatie boven 100%. Voor een

18

overzicht van gepubliceerde waarden van maximale interne fotosynthetische refixatie van

CO2 wordt verwezen naar Teskey et al. (2008) tabel 3.

Verschillende onderzoekers hebben aangetoond dat alle houtige organen chlorofylhoudend

weefsels bezitten (o.a., Pfanz & Aschan, 2001; Berveiller et al., 2007). Zo werden er

chloroplasten gevonden in onder andere de schors, het corticulaire parenchym, het floëem, de

houtstralen, het xyleem en zelfs tot in de kern (Fig. 2.4). Volgens Kharouk et al. (1995) bevat

de schors van jonge populieren (Populus tremuloides Michx en Populus tremula L.) 42% van

het totale chlorofyl in de boom. De chlorofylinhoud van jonge twijgen uitgedrukt per

oppervlakte-eenheid kan 50 tot meer dan 70% van de chlorofylinhoud van bladeren zijn

(Pilarski, 1984; Solhaug et al., 1995; Schmidt et al., 2000; Pfanz et al., 2002; Manolis et al.,

2007).

Figuur 2.4: kopslag van stammen van (A) Alnus glutinosa L. en (B) Ginkgo biloba L. geobserveerd via

epifluorescentie microscopie. De rode fluorescentie correspondeert met natuurlijke chlorofyl fluorescentie

onder belichting met blauwe fotonen. b= binnen en buitenste schors, cp= corticulair parenchym, mp =

medullair parenchym, ph = floëem, xy = xyleem en sc = sclerenchym. Streep = 200µm (naar Berveiller et

al., 2007).

De chlorofylconcentratie en distributie varieert tussen soorten (Berveiller et al., 2007) en is

afhankelijk van de leeftijd en expositie van het houtige weefsel ten opzichte van de zon

(Pearson & Lawrence, 1958; Glase & Granet, 1978). Immers, de aanwezigheid van

chlorofylmoleculen in een stamweefsel wordt sterk beïnvloed door de mate waarin licht

doorheen de schors tot aan het respectievelijke stamweefsel doordringt. Als vuistregel mag

gesteld worden dat jongere stammen een betere penetratie van licht toelaten dan oudere en

dikkere stammen. Immers, door de rhytidomale verdikking neemt de absorptie van

19

geïntercepteerd licht toe en verliezen de lenticellen de lichtgeleidende functie (Langenfeld-

Heyser, 1989; Kharouk et al., 1995; Pfanz & Aschan, 2000). Naarmate minder licht het

stamweefsel bereikt zal de densiteit van de chlorofylmoleculen per oppervlakte eenheid

toenemen, uigedrukt per gewicht droge stof (DS) zal dit echter afnemen (Steppe, mondelinge

overdracht). Dit zal zoals bij schaduwbladeren de light-harvesting maximaliseren bij lage

lichtintensiteiten (o.a., Langenfeld-Heyser, 1981; Kauppi, 1991; Brugnoli et al., 1994; Aschan

& Pfanz, 2001; Manolis et al., 2007). De chlorofylconcentratie in stammen neemt bijgevolg

toe met een toenemende leeftijd en naarmate er minder licht het stamweefsel bereikt (Pfanz &

Aschan, 2000; Manolis et al., 2007). Ondanks de lagere chlorofylconcentratie van jongere

stammen is de mate van CO2 refixatie beduidend groter dan in oudere stammen (Linder &

Troeng, 1981). Het is immers niet enkel de kwantiteit, maar vooral de kwaliteit van het licht

die het light-harvesting complex van de chloroplasten bereikt die de fotosynthetische

capaciteit zal bepalen. Omwille van de verschillende kleuren van de schors treedt er selectieve

absorptie van golflengtes op. De korte, meer energetische golflengtes (blauw) worden

hoofdzakelijk geabsorbeerd door de schors en de groene teruggekaatst. Bijgevolg zijn het

vooral de langere golflengtes (rood) die de chloroplasten bereiken (Kharouk et al., 1995;

Solhaug et al., 1995; Pfanz & Aschan, 2001).

Dankzij de fotosynthetische refixatie van intern CO2 verhoogt de carbon use efficiency

(CUE), d.i. de ratio van de netto primaire productie (NPP) tot bruto primaire productie (BPP),

waardoor de productiviteit op bestandsniveau positief beïnvloed wordt (Aschan et al., 2001).

Naast de reductie van het verlies aan gerespireerd CO2, is fotosynthese van het houtige

weefsel een bron van intern O2 in de stam, waardoor de kans op anaerobe omstandigheden en

bijgevolg anaerobe respiratie verkleint (Pfanz et al., 2002). Stamfotosynthese heeft in

vergelijking met bladfotosynthese bovendien twee voordelen. Door de hoge CO2 concentratie

in de stam is de kans op fotorespiratie zeer klein (Cernusak & Marshall, 2000) en door het

ontbreken van stomata treedt er tijdens het fotosyntheseproces geen waterverlies op, wat een

positieve invloed heeft op de water use efficiency (WUE), d.i. een maat voor de hoeveelheid

water nodig voor de synthese van biomassa. Daarenboven werd recentelijk gesuggereerd dat

fotosynthese in de stam, en met name in het parenchym van het xyleem, een rol speelt bij het

herstel van gecaviteerde vaten in mangrove (Schmitz et al., 2012).

20

2.4 Kwantificatie van respiratie op basis van CO2 efflux metingen

Bij de kwantificatie van de respiratie van het houtige weefsel wordt ECO2 gemeten van een

bepaald stam- of taksegment enerzijds onder gecontroleerde omstandigheden in het

laboratorium (o.a., Yoda et al., 1965; Zabuga & Zabuga, 1990; Pruyn et al., 2002a; Damesin,

2003; Bowman et al., 2005) en anderzijds onder veld omstandigheden (o.a., Teskey &

McGuire, 2002; Maier & Clinton, 2006; Saveyn et al., 2006; Gruber et al., 2009; Brito et al.,

2010). Hierbij werd verondersteld dat alle lokaal geproduceerde CO2 van het stamsegment

binnen de cuvette radiaal naar de atmosfeer diffundeert en dat bijgevolg ECO2 een goede

schatting vormt van de respiratie. Echter, radiale diffusie van CO2 naar de atmosfeer is niet de

enige manier waarop het gerespireerde CO2 getransporteerd of verwerkt kan worden. Zoals

reeds hierboven beschreven kan intern CO2 opgelost in de sapstroom getransporteerd worden

of tijdens fotosynthese in het houtige weefsel gefixeerd worden.

De impact van de sapstroomsnelheid op de CO2 efflux is goed bekend, maar de relatie tussen

beiden is niet eenduidig. Door de hoge oplosbaarheid van intern CO2 is het aanneembaar dat

een fractie van het lokaal gerespireerde CO2 in het houtige weefsel ingesloten door de cuvette,

gebruikt voor ECO2 meting, oplost in het xyleemsap en opwaarts getransporteerd wordt in

plaats van langs de schors te ontsnappen, resulterend in een daling van ECO2 (o.a., Negisi,

1972; Kaipiainen et al., 1998; Teskey & McGuire, 2004; Bowman et al., 2005; Gansert &

Burgdorf, 2005). Echter, de transpiratiestroom kan ook dienen als een bron van intern CO2 in

het stamsegment ingesloten door de cuvette. Immers, het door de levende cellen van de

wortels of micro-organismen in de bodem gerespireerde CO2 kan opgelost in de sapstroom

opwaarts getransporteerd worden en ter hoogte van het stamsegment uit het stamweefsel naar

de atmosfeer diffunderen, resulterend in een hogere ECO2 (Levy et al., 1999; Teskey &

McGuire, 2007; Aubrey & Teskey, 2009).

Bijgevolg stelden McGuire & Teskey (2004) een massabalans model op om respiratie in een

stamsegment exact te kunnen bepalen (Fig. 2.5). Hierbij werd rekening gehouden met het

interne transport van CO2. Bijgevolg kan het interne CO2 in een stamsegment radiaal naar de

atmosfeer diffunderen (ECO2) en tijdelijk opgeslagen worden in het stamsegment (∆S).

Bovendien kan intern CO2 ook opgelost in de sapstroom in het stamsegment geïmporteerd (IT)

worden en uit het stamsegment geëxporteerd (ET) worden. De CO2 flux van intern CO2 uit het

21

stamsegment opgelost in de sapstroom (FT) wordt berekend uitgaande van het verschil van ET

en IT. De totale respiratie (RS) van het stamsegment wordt dan (Teskey & McGuire, 2004):

SFER TAS (2.6)

Met behulp van dit model kan door meting van de axiale CO2 concentratiegradiënt van het gas

in de stam in contact met het xyleemsap, de sapstroomsnelheid en de CO2 efflux een schatting

gemaakt worden van de actuele stamrespiratie. Voor de uiteindelijke berekening van de

verschillende componenten in dit model wordt verwezen naar Teskey & McGuire (2004).

Figuur 2.5: Schematische weergave van de massabalans geldig voor een stamsegment ingesloten door een

cuvette (zwarte cylinder). Met ECO2 = CO2 efflux naar de atmosfeer, ET = export van opgelost CO2 uit het

stamsegment, IT = import van opgelost CO2 in het stamsegment en ∆S = tijdelijke verandering in interne

CO2 concentratie (naar Saveyn et al., 2007c; aangepast van McGuire & Teskey, 2004).

Teskey & McGuire (2007) gebruikten het massabalans model om de stamrespiratie van vijf

platanen (Platanus occidentalis L.) tijdens de zomer te schatten. Hieruit bleek dat FT de

belangrijkste interne CO2 flux was, immers 70% van het gerespireerde CO2 werd tijdens de

middag opgelost in de sapstroom getransporteerd. Tijdens de nacht, wanneer er geen

sapstroom was, steeg Estam aanzienlijk. Uitgaande van deze meting en in de veronderstelling

dat Estam een exacte schatting geeft van de respiratie werd een overschatting gemaakt van de

werkelijke stamrespiratie. Immers, de gemeten Estam bevatte gerespireerd CO2 afkomstig van

lokaal respirerende cellen en CO2 die door de sapstroom vanuit onderliggende stamsegmenten

in het stamsegment ingesloten door de cuvette werd getransporteerd. Over een periode van

24h werd 55% van de gemeten Estam getransporteerd vanuit de wortels en lagere gelegen

22

stamsegmenten. Gemiddeld, over een periode van 24h, werd 66% van het gerespireerde CO2

van de lokaal in het stamsegment respirerende cellen via radiale diffusie aan de atmosfeer

afgegeven.

Bovendien blijkt de relatie tussen Estam en de sapstroom afhankelijk te zijn van de ruimtelijke

positie op de boom waar de in situ meting van Estam uitgevoerd wordt (Ceschia et al., 2002;

Bowman et al., 2005; Hölltä & Kolari, 2009). Zo vonden Hölltä & Kolari (2009) bij een

stijgende sapstroomsnelheid een daling van Estam in het onderste en middelste stamgedeelte

van Pinus sylvestris L. en een stijging van Estam in het bovenste stamgedeelte. Dit fenomeen

werd verklaard doordat bij een hogere sapstroomsnelheid het gerespireerde CO2 in het

onderste en middelste stamgedeelte sneller opgelost in de sapstroom afgevoerd wordt,

resulterend in een lagere Estam. Naarmate men hoger in de boom stijgt zal de CO2 concentratie

in het xyleemsap toenemen, resulterend in een accumulatie van CO2 in het bovenste

stamgedeelte en bijgevolg in een hogere Estam (Hölltä & Kolari, 2009).

Het massabalans model van Teskey & McGuire (2004) en het model van Hölltä & Kolari

(2009) hielden echter geen rekening met de impact van fotosynthetische refixatie van intern

CO2 op de meting van Estam. Immers, Saveyn et al. (2006) vonden dagelijkse variaties van

Estam tijdens het dormante seizoen en onder constante omgevingstemperatuur. Dergelijke

discrepanties in de exponentiële relatie tussen de temperatuur en Estam werden verklaard met

enerzijds variaties in de sapstroomsnelheid (Martin et al., 1994; Hölltä & Kolari, 2009) en

anderzijds een lagere waterinhoud in de celwanden van het stamweefsel resulterend in een

lagere groei- en onderhoudsrespiratie (Wang et al., 2003). Tijdens de studie van Saveyn et al.

(2006) was het plantmateriaal echter bladloos, waardoor de sapstroom afwezig was en

bovendien werden er geen significante verschillen tussen de stamtranspiratie tussen de

belichte en de donkere periode gevonden. De geobserveerde dalingen in CO2 efflux konden

bijgevolg niet verklaard worden door de invloed van de sapstroom of een daling van de

waterinhoud in de celwanden van het stamweefsel. De hypothese werd naar voren gebracht

dat door fotosynthetische refixatie van intern CO2 in de belichte stamsegmenten de interne

CO2 concentratie daar lager is in vergelijking met de CO2 concentratie in het stamsegment

ingesloten door de opake cuvette. Dit zou resulteren in een interne axiale diffusie van CO2

van het stamsegment ingesloten door de cuvette naar de belichte stamsegmenten (Fig. 2.6).

23

Figuur 2.6: Schematische weergave van de interne axiale diffusie van CO2 door corticulaire en/of

houtfotosynthese in de belichte stamsegmenten boven en onder de plaats waar een opake cuvette (zwarte

cilinder) werd geïnstalleerd (Naar Saveyn et al., 2007c).

Echter, de impact van een dergelijk intern axiaal transport van CO2 op ECO2 is tot nog toe

onbekend. In het verder verloop van deze scriptie zal duidelijk worden dat door

fotosynthetische refixatie van intern CO2 in belichte stamsegmenten dicht bij de cuvette

effectief een fractie van het gerespireerde CO2 axiaal getransporteerd wordt weg van het

stamsegment ingesloten door de cuvette. Hierdoor zal bijgevolg een daling in de CO2 efflux

optreden onafhankelijk van de temperatuur, de sapstroom of een daling in de waterinhoud van

de cellen.

24

3 Materiaal en methodes

3.1 Plantmateriaal en groeikamer condities

Drie vier jaar oude eiken (Quercus robur L.) (QR1, QR2 en QR3) die oorspronkelijk buiten

werden opgekweekt in containers van 50 l met een gemiddelde diameter op borsthoogte van

27.46 ± 2.99 mm werden gebruikt voor deze studie. Eén boom werd afzonderlijk in een

groeikamer (Laboratorium voor plantecologie, Universiteit Gent, België) geplaatst met

afmetingen 2 x 1.5 x 2 m (hoogte x breedte x lengte), waarbij stam en takken boven 1.6 m

hoogte werden gesnoeid (Fig. 3.1). Na het opsnoeien werd het bovenste deel van de gesnoeide

boom bedekt met parafilm om infecties te vermijden en om het uitdrogen van de stam te

voorkomen. De experimenten werden gestart op 1 december 2011 en werden beëindigd op 7

mei 2012. Gedurende deze periode was het plantmateriaal bladloos (dormant seizoen).

Figuur 3.1: Vier jaar oude eik ingepakt met aluminiumfolie in de groeikamer.

25

Luchttemperatuur, luchtvochtigheid en lichtintensiteit werden in de groeikamer constant

gehouden. Luchttemperatuur werd gemeten met een koper-constantaan thermokoppel (Pt-100,

Omega, Nederland) op een hoogte van 40 cm boven het bodemoppervlak en was gemiddeld

20.17 ± 0.34 °C. Luchtvochtigheid werd gemeten op dezelfde hoogte als de luchttemperatuur

met een capacitieve RH sensor (Model HIH-3605-A, Honeywell, USA) en was gemiddeld

40.65 ± 4.36%. De lampen van de groeikamer (‘TL’D 80, Philips Lighting NV, Nederland),

gaven een constante fotosynthetisch actieve straling (PAR) van 138.06 ± 4.16 µmol PAR m-2

s-1

(gemeten met een kwantumsensor, model Li-190, serienummer 36475, Li-COR, USA) ter

hoogte van de top van de boom. Het waterpotentiaal in de bodem werd gemeten met behulp

van een bodem vocht sensor (Model SM300, Delta-T, UK). De bodem werd bedekt met

schors om verdamping te vermijden.

3.2 Stamtemperatuur

De stamtemperatuur werd gemeten met koper-constantaan thermokoppels 2 cm boven en

onder de cuvette gebruikt voor de bepaling van Estam (Fig. 3.2a). De thermokoppels werden op

een diepte van 15 mm in de stam gebracht, gebruik makend van een naald (lengte 20 mm,

diameter 1.1 mm) waarin de thermokoppel verwerkt zat. De naald werd ingesmeerd met een

silicahoudende gel om het contact tussen het houtige weefsel en de naald te bevorderen.

3.3 Bepaling van de CO2 efflux

De metingen van Estam werden uitgevoerd op een 13 cm lang stamsegment startend op een

hoogte van 30 cm boven de het bodemoppervlak. De gemiddelde boven- en onder diameter

van de stamsegmenten voor de drie eiken waren 31.39 ± 3.36 mm en 33.53 ± 3.40 mm,

respectievelijk. De stamsegmenten werden bedekt door een cuvette (Fig. 3.2a) opgebouwd uit

3 lagen 20 mm brede zelfklevende EPDM isolatietape (Rs components benelux, België) en

afgedicht met een doorzichtige polycarbonaat film (Roscolab Ltd, Londen, VK). Leidingen

voor ingaande en uitgaande lucht in de cuvette werden aan de boven- en onderkant geplaatst

en de cuvette werd voorzien van een ventilator. Beide om een homogeen luchtmengsel in de

cuvette te verkrijgen. De cuvette werd luchtdicht gemaakt met niet-corrosieve siliconen (Rs

components benelux, Brussel, België) en bedekt met enkele lagen aluminiumfolie zodat

fotosynthese in de houtige weefsels ingesloten door de cuvette niet kon plaatsvinden. De

26

gemiddelde diameter van de cuvettes geïnstalleerd op de drie eiken was 63.1 ± 1.67 mm.

Naast de cuvette op het stamsegment, werd ook een referentiecuvette (Fig. 3.2b) geplaatst op

een PVC buis met een diameter van 31 mm. De referentiecuvette had dezelfde opbouw en

afmetingen als de cuvette op de stam en bijgevolg was dan ook het bemonsterd volume en de

residentietijd van de lucht in de cuvette op de stam en de referentiecuvette gelijk.

Figuur 3.2: (a) Cuvette geïnstalleerd op een stamsegment voor het inpakken met aluminiumfolie. Om

fotosynthese in de ingesloten houtige weefsels te vermijden werd de cuvette ingepakt met verschillende

lagen aluminiumfolie. Meting van stamtemperatuur gebeurde met koper-constantaan thermokoppels 2cm

boven en onder de cuvette. (b) Opbouw van de referentiecuvette rondom een PVC buis met diameter van

31 mm.

Ingaande lucht van de cuvette werd aangezogen met een membraanpomp (model 2-Wisa,

Hartmann & Braun, Duitsland) en eerst doorheen een buffervat van 50 L gestuurd, om een

homogeen luchtmengsel te verkrijgen en fluctuaties in CO2 concentratie zoveel mogelijk te

vermijden. De lucht werd met een flow meter (model 5860S, Brooks, Nederland) door de

cuvettes gepompt met een gemiddeld debiet van 1.1 L min-1

. De CO2 concentratie van de

uitgaande lucht van de cuvettes werd bepaald door middel van een InfraRed Gas Analyser

(IRGA) (LI-7000 CO2/H2O Analyzer, LI-COR, USA). Bij de IRGA werd de interne pomp

gebruikt die de lucht afkomstig van de cuvettes door de IRGA zuigt, om zo fluctuaties in de

uitgaande flow door eventuele lekken in de cuvette zoveel mogelijk te vermijden. Het debiet

a b

27

van deze pomp was lager dan het debiet van de pomp geplaatst voor de cuvettes zodat een

lichte overdruk heerste in de cuvette en gasdiffusie vanuit de omgeving in de cuvette werd

vermeden. De IRGA berekende het verschil in CO2 concentratie tussen de lucht afkomstig

van de cuvette rond de stam en de referentie cuvette. Dit om er zeker van te zijn dat de

gemeten waarden van de CO2 concentraties afkomstig zijn van het stamsegment ingesloten

door de cuvette. De CO2 efflux van het stamsegment ingesloten door de cuvette (Estam) (µmol

m-2

s-1

) werd vervolgens met de volgende formule bepaald (afgeleid van Long & Hallgren,

1985):

112 min)60/1(4.22 ][CO)/(

slmolADEstam (3.1)

Waarbij D het luchtdebiet is doorheen de cuvette (1.1 l min-1

), A de oppervlakte van het

stamsegment omsloten in de cuvette (m2) en ∆[CO2] het verschil in CO2 concentratie tussen

de lucht afkomstig van de cuvette rond de stam en de referentiecuvette (µmol mol-1

) is.

3.4 Impact van fotosynthetische refixatie op de CO2 efflux

Om de invloed van de fotosynthetische refixatie van CO2 in hoger gelegen stamsegmenten op

Estam te onderzoeken werd een eerste deelexperiment uitgevoerd met behulp van een extra

verplaatsbare lichtbron (Lighting unit FL-400, Walz Inc., Duitsland) voorzien van een filter

uit glaswolvezels (Fig. 3.3a). Het voordeel van deze lamp was dat er geen warmte

geproduceerd werd tijdens de belichting. Om diffuse straling rond het stamsegment te creëren

werd gebruik gemaakt van een handgemaakt U-vormig element voorzien van spiegelfolie,

waarop de lichtbron bevestigd kon worden (Fig. 3.3b). De rechtstreekse en diffuse straling

waaraan de stamsegmenten werden blootgesteld gedurende de periodes van belichting werden

gemeten met PAR-sensoren (Quantum-sensor, Li-190, resp. serienummer 37408 en 37409,

Li-COR, USA).

28

Figuur 3.3: (a) Verplaatsbare lichtbron voorzien van een glaswolfilter bevestigd op een U-vormig element.

(b) U-vormig element waarvan binnenkant afgewerkt is met spiegelfolie om diffuse straling te creëren.

Eerst werd uitgegaan van een referentietoestand, waarbij de boom volledig bedekt werd met

zilverpapier (Fig. 3.4a). Zo kon er geen fotosynthetische refixatie plaatsvinden in de hoger

gelegen stamsegmenten die Estam mogelijks kon beïnvloeden. Na stabilisatie van Estam over

enkele dagen, werd overgegaan op een tweede positie, waarbij zilverpapier werd verwijderd

over een afstand van 5-15 cm boven de cuvette gebruikt voor de meting van Estam (Fig. 3.4b).

Ter hoogte van deze positie werd de lamp dan geplaatst, waarbij een gemiddelde PAR van

856.45 ± 186.23 µmol m-2

s-1

en 54.69 ± 6.33 µmol m-2

s-1

werd bekomen uit de richting van

respectievelijk de lamp en de spiegelfolie. Deze positie werd aangehouden voor 24h, waarna

terug werd overgegaan naar de referentiepositie voor 24h door het bedekken van dit

stamsegment. Deze werkwijze werd herhaald voor de overige posities op respectievelijk 15-

25 cm (Fig. 3.4c), 25-35 cm (Fig. 3.4d) en 35-45 cm (Fig. 3.4e ) van de cuvette. Steeds werd

de CO2 efflux gemeten op de verschillende posities vergeleken met de referentiepositie.

a

a

b

a

29

Figuur 3.4: fotografische weergave van Quercus robur L. tijdens de meting van de referentiewaarde (a) en

de te belichten stamsegmenten op 5-15 cm (b), 15-25 cm (c), 25-35 cm (d) en 35-45 cm (e) van de cuvette

tijdens de meting van Estam.

3.5 Temperatuurrespons van de CO2 efflux

Na dit eerste deelexperiment werd een tweede deelexperiment opgesteld waarbij nagegaan

werd in welke mate fotosynthetische refixatie van belang was bij de modellering van

stamrespiratie op basis van Estam metingen. Het respiratieproces is immers sterk afhankelijk

van de temperatuur (o.a., Amthor, 1989; Damesin, 2003; Saveyn et al., 2006; Hölltä & Kolari,

2009). Daarom werd de CO2 efflux gemodelleerd aan de hand van de gemeten Estam (µmol m-2

s-1

) met volgende functie (Damesin, 2003):

10

20

10)20(

stT

stamstam QEE (3.2)

Met Estam(20) de CO2 efflux bij 20 °C (µmol m-2

s-1

), Tst de stamtemperatuur (°C) en Q10 de

relatieve stijging in respiratiesnelheid met een temperatuurstijging van 10 °C.

Om aan te tonen dat fotosynthetische refixatie in hoger gelegen stamsegmenten een invloed

kon hebben bij het modelleren van stamrespiratie op basis van Estam metingen, werden de

bomen blootgesteld aan een temperatuursprogramma (Tab. 3.1) voor dezelfde posities als in

het vorig deelexperiment.

a d

a

b

a

c e

30

Tabel 3.1: Temperatuursprogramma blootgesteld aan de drie eiken om de invloed van fotosynthetische

refixatie op het modelleren van de stamrespiratie op basis van Estam metingen na te gaan.

periode (h) temperatuur (°C)

00.00 - 09.59 20

10.00 - 11.59 23

12.00 - 13.59 26

14.00 - 15.59 19

16.00 - 23-59 20

Na iedere 24h periode van belichting volgde telkens een 24h periode waarbij terug naar

referentietoestand werd overgegaan door het bedekken van de stam met aluminiumfolie en

waarbij de temperatuur in de groeikamer constant werd gehouden op ongeveer 20°C.

3.6 Bepaling van variaties in stamdiameter en sapstroom

Om te valideren dat de boom effectief in dormante toestand was, werd nagegaan of er geen

groei en sapstroom optraden. Variaties in de stamdiameter werden bepaald met behulp van

een LVDT (Linear Variable Displacement Transducer) (Model M920125A809-05, Solartron,

USA) op een hoogte van 0.95 m op de stam. De LVDT werd aan de boom bevestigd met

behulp van een stalen houder en twee elastische banden (Fig. 3.5).

Figuur 3.5: LVDT aan de stam bevestigt met een stalen houder om variaties in stamdiameter te meten.

Sapstroom werd opgemeten met behulp van een warmtebalans sensor (Model SGB17-WS,

Dynamax Inc., USA) geplaatst op een hoogte van 1.05 m op de stam. Deze sapstroomsensor

laat toe om continu de sapstroom te meten op basis van de warmtebalans methode van de

stam (Stem Heat Balance (SHB)). De installatie en uiteindelijke berekeningen van de

31

sapstroomsnelheid waren gebaseerd op de richtlijnen die te vinden zijn in de handleiding (Van

Bavel & van Bavel, 1990).

In de SHB methode wordt een uniforme hoeveelheid warmte (Qh) aan het

verwarmingselement van de sapstroomsensor toegediend. Deze warmte kan op drie wijzen

getransporteerd worden, nl. via radiale conductie doorheen de mantel (Qr), via axiale

conductie doorheen de stam (Qv) of via convectie in de sapstroom (Qf). Door meting van Qr

en Qv en de veronderstelling dat er geen warmte in de stam wordt opslagen kan de sapstroom

berekend worden met behulp van volgende formule (Van Bavel & van Bavel, 1990):

dTC

QQPF

p

vrin

(3.3)

Waarin F de sapstroom (g s-1

), Pin het geleverde vermogen aan het verwarmingselement van

de sapstroomsensor (W), Qr de radiale conductie (W), Qv de verticale conductie (W), Qf de

convectie in de sapstroom (W), Cp de warmtecapacititeit van water (4,186 J g-1

°C-1

) en dT de

toename in temperatuur van de sapstroom (°C) zijn.

3.7 Chlorofylconcentratie

Bepaling van de chlorofylconcentratie van de schors ter hoogte van de belichte

stamsegmenten werd uitgevoerd met een spectrofotometer (UVIKON XL, BIO-TEK

Instruments, FB 999/L37) gebruik makend van de methode van Porra (2002). Van ieder

stamsegment boven de cuvette werden 3 stukken schors met een scalpel verwijderd. De 12

stalen werden direct na de staalname ondergedompeld in een bad vloeibare stikstof en

bewaard bij een temperatuur van -80 °C om zo de eventuele afbraak van chlorofyl te

voorkomen. De stalen werden in kleine stukken verknipt en vermalen met een grinder (IKA

A11 basic analytical mill, Sigma-Aldrich Co., Duitsland) tot een homogeen mengsel. In een

centrifugebuis werd 150 mg van dit mengsel afgezonderd en 7.5 ml aceton (80%) werd

toegevoegd. De stalen werden 24h bewaard in een diepvries en nadien gecentrifugeerd. Met

behulp van een pipet werd het supernatans in een glazen cuvette getransfereerd en in de

spectrofotometer overgebracht. Absorbanties werden gemeten bij golflengtes van 663.6 nm en

32

646.6 nm. Volgende formules werden gebruikt om uiteindelijk de chlorofylconcentraties te

berekenen (Porra 2002):

6.6466.663 55.225.12 AACa (3.4)

6.6636.646 91.431.20 AACb (3.5)

Waarbij Ca en Cb respectievelijk de concentratie (µg ml-1

) aan chlorofyl a en b zijn. A663.6 en

A646.6 zijn de absorbanties gemeten bij respectievelijk de golflengtes 663.6 nm en 646.6 nm.

De concentraties aan chlorofyl a en b werden omgerekend en uitgedrukt als mg chlorofyl per

gram vers gewicht schors (mg Chl g-1

VG).

3.8 Data analyse

Signalen van de gebruikte meetinstrumenten werden continu en om de 20 seconden

geregistreerd door een data logger (HP 34970A, Agilent Technologies, USA) en opgeslagen

op een PC. De verkregen voltwaarden werden met Excel en na calibratie van de

respectievelijke meetinstrumenten omgerekend naar de gewenste eenheden. De data werd

uitgemiddeld over 5 min. Data analyse gebeurde met Microsoft Excel (Microsoft Inc., USA),

Sigmaplot (SPSS Inc., USA) en SAS (SAS institute Inc., USA). De parameters Estam(20) en

Q10 werden geschat met de kleinste kwadratenmethode in Matlab 7.2 (The Mathworks Inc.,

USA). Elke parameter werd afzonderlijk geschat voor de donkere en belichte periodes. Voor

statistische analyse werd een repeated measures design Analysis of Variance (ANOVA)

gebruikt met de posities (n=4) en tijd (n=40) als vast factoren en met boom (n=2) als random

factor. Daarbij werd een AICc criterium gebruikt om de juiste covariantie structuur te

selecteren dat het best de correlatie tussen de individuele bomen beschreef.

33

4 Resultaten

4.1 Klimatologische gegevens groeikamer en plantmateriaal

De klimatologische condities gedurende het eerste deelexperiment zijn beschreven in tabel

4.1. Hieruit blijkt dat gedurende het eerste deelexperiment uitgevoerd op de drie eiken (QR1,

QR2 en QR3) de gemiddelde stamtemperatuur gemeten 2 cm onder (Tst1) en boven (Tst2) de

cuvette, de gemiddelde luchttemperatuur (Ta), de gemiddelde relatieve vochtigheid (RH) en

de gemiddelde omgevingsstraling in de groeikamer ongeveer gelijk waren.

Tabel 4.1: Klimatologische condities tijdens het eerste deelexperiment uitgemiddeld over de ganse

proefperiode per boom. Ta = de luchttemperatuur in de groeikamer, Tst1 en Tst2 = de stamtemperatuur

gemeten resp. 2cm onder en boven de cuvette en RH = de relatieve vochtigheid in de groeikamer. Voor

alle gemiddelden werd de standaard afwijking bepaald, dewelke wordt weergeven in de tabel.

QR Ta (°C) Tst1 (°C) Tst2 (°C) RH (%) omgevingsstraling

(µmol PAR m-2

s-1

)

1 19.86 ± 0.34 20.47 ± 0.14 20.68 ± 0.20 42.53 ± 5.08 139.98 ± 4.06

2 20.37 ± 0.08 20.05 ± 0.06 20.11 ± 0.11 40.81 ± 2.84 136.74 ± 4.25

3 20.28 ± 0.60 20.48 ± 0.51 20.50 ± 0.54 38.60 ± 5.15 137.45 ± 4.17

4.2 Groei en sapstroom

De variaties in stamdiameters gemeten met de LVDT waren gemiddeld over de experimentele

periode per eik 2.14 ± 0.39 µm, 2.82 ± 0.35 µm en 2.61 ± 0,04 µm voor respectievelijk QR1,

QR2 en QR3. Hieruit kan geconcludeerd worden dat er tijdens de experimenten geen groei

was.

De warmtefluxen (Q) en de temperatuurstoename in de sapstroom (dT) gemeten met een

sapstroomsensor geïnstalleerd op QR1, QR2 en QR3 zijn weergegeven in tabel 4.2. Het

vermogen (Pin) die aan het verwarmingselement van de sapstroomsensor werd toegediend was

gemiddeld 333 mW voor QR1, QR2 en QR3. Doordat het plantmateriaal tijdens de

experimentele periodes bladloos was, werd er geen sapstroom verwacht. De fractie van de

34

warmte die ontwikkeld werd in het verwarmingselement van de sapstroomsensor die via

convectie in de sapstroom (Qf) werd afgegeven was voor de drie eiken verwaarloosbaar ten

opzicht van de radiale (Qr) en verticale (Qv) conductie. Bovendien werd er een zeer kleine

temperatuurstoename in de sapstroom waargenomen. Deze metingen bevestigen de

afwezigheid van de sapstroom van het plantmateriaal tijdens de experimentele periode.

Tabel 4.2: Temperatuurstoename in de sapstroom (dT) en de warmtefluxen (Q) gemeten met een

sapstroomsensor op QR1, QR2 en QR3. Qr = radiale warmteflux, Qv = verticale warmteflux en Qf =

warmteflux in de sapstroom. De fractie van de warmtefluxen ten opzichte van het totale geleverde

vermogen (Pin) aan het verwarmingselement van de sapstroomsensor zijn procentueel weergegeven. Voor

alle gemiddelden werd de standaard afwijking bepaald, dewelke wordt weergeven in de tabel.

QR dT (°C)

Qr Qv Qf

Warmteflux

(mW) %

Warmteflux

(mW) %

Warmteflux

(mW) %

1 0.1641

± 0.0284 259.8 ± 2.2 77.92% 73.5 ± 0.7 22.02% 0.2 ± 2.3 0.06%

2 0.0763

± 0.0126 274.7 ± 1.5 82.19% 59.0 ± 0.5 17.67% 0.5 ± 1.5 0.14%

3 0.0076

± 0.0184 248.2 ± 1.4 74.50% 85.2 ± 0.3 25.59% -0.3 ± 1.6 -0.10%

4.3 Chlorofylconcentratie

De gemiddelde chlorofylconcentratie van de schors van de vier belichte stamsegmenten van

QR1, QR2 en QR3 zijn weergegeven in tabel 4.3 en werden uitgedrukt in mg Chl per g vers

gewicht schors. Bij de stalen van QR1 werd 225 mg MgO toegevoegd om de vorming van

pheophytine a, d.i. de eerste elektronen acceptor in PSII, te verhinderen. Echter, dit

resulteerde in een dikke neerslag en het verkregen supernatans was troebeler. Hierdoor werd

er geen MgO toegevoegd aan de stalen van QR2 en QR3. Daardoor zijn de

chlorofylconcentraties van de stamsegmenten van QR1 lager in vergelijking met deze van QR2

en QR3. Ondanks de verschillen in chlorofylconcentratie blijkt dat voor elke boom chlorofyl

aanwezig was in de schors van de verschillende stamsegmenten van de stam. De

chlorofylconcentratie in de schors van de stamsegmenten vertoonden per boom weinig

variatie ten opzichte van elkaar. Enkel de chlorofylconcentratie in de schors van het eerste

35

stamsegment (S1) was hoger ten opzichte van de chlorofylconcentratie in de schors van de

andere stamsegmenten van QR1 en was de chlorofylconcentratie in de schors van S4 lager in

vergelijking met de chlorofylconcentratie in de schors van de andere stamsegmenten van QR3.

Tabel 4.3: Gemiddelde chlorofylconcentratie van de schors in de stamsegmenten (S) van QR1, QR2 en QR3

uitgedrukt in mg Chl per gram vers gewicht schors. Chlorofylconcentraties we