ZWEREN BIJ ZOETWATERVISSEN IN VIJVERS EN AQUARIA ...€¦ · Voorwoord Als 2e master student aan de...

UNIVERSITEIT GENT

FACULTEIT DIERGENEESKUNDE

Academiejaar 2015- 2016

ZWEREN BIJ ZOETWATERVISSEN IN VIJVERS EN AQUARIA: ETIOLOGIE, DIAGNOSE EN BEHANDELING.

door

Laurens MOONS

Promotoren: Prof. Dr. Annemie Decostere Literatuurstudie in het kader

Prof. Dr. Koen chiers van de Masterproef

©2016 Laurens Moons

Universiteit Gent, haar werknemers of studenten bieden geen enkele garantie met betrekking tot de

juistheid of volledigheid van de gegevens vervat in deze masterproef, noch dat de inhoud van deze

masterproef geen inbreuk uitmaakt op of aanleiding kan geven tot inbreuken op de rechten van derden.

Universiteit Gent, haar werknemers of studenten aanvaarden geen aansprakelijkheid of

verantwoordelijkheid voor enig gebruik dat door iemand anders wordt gemaakt van de inhoud van de

masterproef, noch voor enig vertrouwen dat wordt gesteld in een advies of informatie vervat in de

masterproef.

Voorwoord Als 2

e master student aan de faculteit diergeneeskunde, vormt deze literatuurstudie een onderdeel

van de masterproef in de masterjaren. Ik heb dit onderwerp zweren bij zoetwatervissen in vijvers en

aquaria: etiologie, diagnose en behandeling gekozen wegens mijn interesse in vissen en visziekten.

Hierdoor kon ik mij verdiepen in een van de meest voorkomende oorzaak van vissterfte. Bij deze wil ik

iedereen bedanken die een bijdrage heeft geleverd aan het tot stand komen van de literatuurstudie. In

het bijzonder mijn promotoren Prof. Dr. Annemie Decostere en Prof. Dr. Koen Chiers voor de

opvolging en wijze raad. Verder bedank ik Prof. Dr. Katleen Hermans voor de hulp omtrent parasitaire

infecties en de toegang tot de bibliotheek van de dienst bijzondere dieren. Als laatste bedank ik ook

Aquariumclub Colissa Mol voor het uitlenen van hun interessante literatuur.

Inhoudsopgave SAMENVATTING ................................................................................................................................................. 1

INLEIDING ........................................................................................................................................................ 2

LITERATUURSTUDIE ............................................................................................................................................. 3

1. BACTERIËN ...................................................................................................................................................... 3 1.1. Atypische Aeromonas salmonicida ...................................................................................................... 3

1.1.1. Symptomen en voorkomen van atypische Aeromonas salmonicida. ......................................................... 3 1.1.2. Diagnose van atypische A. salmonicida ...................................................................................................... 4 1.1.3. Behandeling en Preventie van atypische Aeromonas salmonicida .............................................................. 4

1.2. Aeromonas hydrophila ........................................................................................................................ 5 1.2.1. Symptomen en voorkomen van Aeromonas hydrophila. ............................................................................ 5 1.2.2. Diagnose van A. hydrophila ......................................................................................................................... 5 1.2.3. Preventie en behandeling van Aeromonas hydrophila ................................................................................ 6

1.3. Flavobacterium columnaris ................................................................................................................. 6 1.3.1. Symptomen en voorkomen van Flavobacterium columnaris. ..................................................................... 6 1.3.2. Diagnose van Flavobacterium columnaris ................................................................................................... 7 1.3.3. Preventie en behandeling van Flavobacterium columnaris ......................................................................... 8

1.4. Mycobacterium spp. ............................................................................................................................ 9 1.4.1. Symptomen en voorkomen van Mycobacterium spp. ................................................................................. 9 1.4.2. Diagnose van Mycobacterium spp. .............................................................................................................. 9 1.4.3. Behandeling en preventie van Mycobacterium spp. ................................................................................. 10

2. OOMYCETEN OF “WATERSCHIMMELS” ................................................................................................................ 11 2.1. Aphanomyces invidans ...................................................................................................................... 11

2.1.1. Symptomen en voorkomen van Aphanomyces invidans. .......................................................................... 11 2.1.2. Diagnose van Aphanomyces invidans ........................................................................................................ 12 2.1.3. Behandeling en preventie van Aphanomyces invidans ............................................................................. 13

2.2. Saprolegnia ....................................................................................................................................... 13 2.2.1. Diagnose van Saprolegnia. ......................................................................................................................... 13 2.2.2. Behandeling van Saprolegnia .................................................................................................................... 14

3. VIRUSSEN ..................................................................................................................................................... 14 3.1. Cyprinid herpes virus type 3 of koi herpes virus ................................................................................ 14

3.1.1. Symptomen en voorkomen van koi herpes virus. ..................................................................................... 14 3.1.1.1. Diagnose van koi herpesvirus ................................................................................................................ 14 3.1.1.2. Preventie en behandeling van koi herpes virus .................................................................................... 15

4. PARASIETEN .................................................................................................................................................. 16 4.1. Ichthyophthirius multifiliis of ‘witte stip’ ........................................................................................... 16

4.1.1. Symptomen , voorkomen en levenscyclus van I. multifiliis....................................................................... 16 4.1.2. Diagnose van Ichthyophthirius multifiliis ................................................................................................... 17 4.1.3. Behandeling van Ichtthyopthirius multifiliis............................................................................................... 17

4.2. Ichtyobodo necator ........................................................................................................................... 18 4.2.1. Symptomen en voorkomen van Ichtyobo necator. .................................................................................... 18 4.2.2. Diagnose van Ichtyobodo necator ............................................................................................................. 19 4.2.3. Behandeling en preventie van Ichtyobodo necator ................................................................................... 19

4.3. Trichodina .......................................................................................................................................... 20 4.3.1. Symptomen en voorkomen van Trichodina. .............................................................................................. 20 4.3.2. Diagnose van Trichodina ............................................................................................................................ 20 4.3.3. Behandeling en preventie van Trichodina ................................................................................................. 20

4.4. Gyrodactylidae/ Dactylogyridae........................................................................................................ 20 4.4.1. Diagnose van Gyrodactilidae en Dactylogyridae ....................................................................................... 21 4.4.2. Behandeling en preventie van Dactylogyridae en Gyrodactylae ............................................................... 21

4.5. Argulidae: karper- en visluizen .......................................................................................................... 22 4.5.1. Diagnose van Argulidae. ............................................................................................................................ 23 4.5.2. Behandeling en preventie van Argulidae-infecties. ................................................................................... 23

BESLUIT ........................................................................................................................................................... 23

LITERATUURLIJST .............................................................................................................................................. 24

1

Samenvatting Zweren bij zoetwatervissen zijn huidletsels met een multifactoriële oorzaak waarbij zowel infectieuze

organismen namelijk bacteriën, oomyceten, virussen en bacteriën een rol spelen. Naast deze

infectieuze aandoeningen zijn ook verhoogde stress en slechte waterkwaliteit gecorreleerd met het

ontstaan van ulceraties. De diagnose wordt gesteld door afkrabsels rond de rand van de letsels voor

parasieten en oomyceten, swabs voor bacteriële cultuur of PCR voor het aantonen van bacteriën of

Koi Herpes virus. De behandeling is sterk verschillend en afhankelijk van de oorzaak, waardoor het

belangrijk is om zo snel mogelijk de juiste diagnose te stellen. Bij bacteriële infecties maakt men

gebruik van antibiotica via het voeder of injecties. Voor de mycotische infecties bestaat geen goede

behandeling eventueel kan men trachten de immuniteit te optimaliseren. Voor Koi Herpes virus

bestaan er geen antivirale middelen, het enigste wat men kan proberen is de vissen uit het aquarium

of vijver verwijderen en hopen op de snelle afdoding van virus door antivirale bacteriën. Parasitaire

infecties worden behandeld met diverse antiparasitaire middelen. Naast de medicamenteuze therapie

moet ook steeds stress worden beperkt en de waterkwaliteit worden geoptimaliseerd. In plaats van

curatieve behandeling is het beter om preventief in te grijpen door het beperken van stress,

optimalisatie van de waterkwaliteit, quarantaine bij aankoop en vaccinatie tegen Koi Herpes virus.

Key words: zweer-zoetwatervissen-etiologie-diagnose-behandeling

2

Inleiding Zweren of ulcers bij zoetwatervissen in vijvers en aquaria zijn een belangrijke oorzaak van massale

sterfte bij diverse vissoorten met grote economische verliezen tot gevolg. Ulceraties zijn huidletsels

van diverse onderliggende oorzaken en macroscopisch moeilijk van elkaar te onderscheiden. Een

zweer is een huiddefect dat over het volledige oppervlak van de huid kan voorkomen waarbij de

dermo-epidermale junctie of basale membraam die zich bevindt tussen de opper- en lederhuid

beschadigd is. Dus bij aanwezigheid van een ulcus kunnen de dermis, het onderliggende

spierweefsel, het botweefsel of de inwendige viscera macroscopisch waarneembaar zijn (Noga 2010

& Kane 2005). Verder zijn de randen van de letsels onregelmatig of regelmatig afgelijnd, hyperemisch

en/of oedemateus veroorzaakt door een inflammatoire reactie (Kane 2005). De meeste grote ulcers

zijn macroscopisch waar te nemen, maar zeer kleine ulceraties kunnen soms gemist worden. Om

deze kleine ulceraties zichtbaar te maken kan gebruik gemaakt worden van fluorescëine. Fluorescëine

kleurt de huiddefecten fluogeel aan onder UV licht waardoor ook de zeer kleine defecten zichtbaar

worden (Noga en Udomkusonsri 2002).

De beschadiging van de basaal membraam is in vele gevallen enkel goed microscopisch zichtbaar.

Daarnaast is er aanwezigheid van een acute tot chronische dermatitis en/of myosititis met

beschadiging van de basale membraam en infiltratie van diverse ontstekingscellen zoals macrofagen

en neutrofielen (Noga 2010). Ook kunnen er afhankelijk van de oorzaak bacteriën, virusinclusies of

schimmelsporen worden waargenomen (Van Duijn 1983).

Door de massale sterfte en grote economische verliezen die geleden worden bij uitbraken van zweren

is het belangrijk om zo snel mogelijk de onderliggende oorzaak te vinden en deze te behandelen. In

deze masterproef worden de meest voorkomende oorzaken, diagnostiek, behandelingen en preventie

van zweren specifiek bij zoetwatervissen in vijvers en aquaria behandeld.

3

Literatuurstudie

1. Bacteriën Het vaststellen van het oorzakelijk bacterieel agens op basis van het macroscopisch uitzicht van

zweren is zeer moeilijk tot bijna onmogelijk, omdat verschillende kiemen aanleiding kunnen geven tot

het zelfde symptomenbeeld. Daarom moet er bij ulcera altijd differentiaaldiagnostisch gedacht worden

aan Aeromonas salmonicida, Aeromonas hydrophilia, Flavobacteium Columnaris en

Mycobacteriacaea als belangrijkste veroorzakers van zweren (Lewbart 2001). Naast deze

belangrijkste veroorzakers kunnen ook andere bacteriën zoals Pseudomonas eventueel zweren

veroorzaken (Van Duijn 1983).

1.1. Atypische Aeromonas salmonicida 1.1.1. Symptomen en voorkomen van atypische Aeromonas salmonicida.

Atypische Aeromonas salmonicida is een gram negatieve,

facultatief-pathogene, niet beweegbare, staafvormige

bacterie die aanleiding kan geven tot systemische ziekte of

zweren bij diverse vissoorten (Van Duijn 1983). De

algemene- of systemische ziekte wordt gekenmerkt door

een opgezet abdomen, acute hepatitis en exophtalmie.

Hierbij dringt de bacterie de vis binnen via de kieuwen, of

wordt ze peroraal opgenomen (Van Duijn 1983). Naast deze

systemische ziekte geeft atypische A. salmonicida ook

aanleiding tot huidaandoeningen met ulceratieve letsels

(Figuur1) (Eliot en Shotts 1980, Van Duijn 1983, Lewbart

2001, Goodwin en Merry 2009 & Gan 2015). Deze

huidzweren worden vaak gezien bij koi’s (Cyprinus carpio koi) en goudvissen (Carassius auratus) en

noemt men Koi ulcer disease of atypische furunculosis (Goodwin en Merry 2009 & Lewbart 2001). Bij

deze huidvorm dringt de kiem binnen via huidwonden en koloniseert de huid van de vis met het

ontstaan van progressief groter worden van de ulceraties en uiteindelijk expositie van de

onderliggende spierlagen (Elliot en Shotts 1980, Van Duijn 1983, Goodwin en Merry 2009).

Verwondingen van de huid kunnen allerlei oorzaken hebben, maar ontstaan vaak ten gevolge van

parasitaire infecties die aanleiding geven tot jeuk met schuurgedrag tot gevolg (Cfr. 4.Parasieten).

Door deze kleine huidbeschadigingen is de huidbarrière op die plaats defect en treden vaak

secundaire bacteriële en fungale infecties op (Goodwin en Merry 2009 & Lewbart 2001).

Naast klinisch zieke dieren kunnen ook asymptomatische dragers voorkomen die de ziekte verder

kunnen verspreiden. Dit komt door het facultatief pathogeen karakter van de bacterie (Van Duijn 1983

& Wade 2009) en verklaart ook waarom bij aankoop van nieuwe vissen vaak uitbraken worden gezien.

De nieuw aangekochte vissen kunnen dragers zijn van de bacterie. Deze vissen komen in een nieuwe

omgeving wat voor hen stress veroorzaakt met daling van de immuniteit. Door deze immuniteitsdaling

krijgen de facultatief pathogene bacteriën de kans zich volop te vermenigvuldigen met ziekte uitbraken

en verspreiding van de infectie over de gevoelige populatie vissen (Lewbart 2001).

Figuur 1: Karper met zweren ten gevolge van Aeromonas salmonicida infectie (uit: Austin en Orozowa 2014 ).

4

1.1.2. Diagnose van atypische A. salmonicida

Allereerst kan men op basis van microscopisch onderzoek een

vermoeden krijgen van A. salmonicida door het voorkomen van

granulomateuze letsels in diverse weefsels. Deze granulomen bestaan uit

een necrotisch centrum met macrofagen, omringd door meerdere lagen

van epitheliode cellen (Gudmundsdottir & Björnsdotter 2007).

De vermoedelijke diagnose kan worden bevestigd op basis van cultuur,

wel zijn de kiemen moeilijk te kweken en worden ze vaak overgroeid door

andere bacteriën (Lewbart 2001 & Roberts et al. 2009). Als agar wordt

best gebruik gemaakt van bloedagars, hart- of hersenenverrijkte agars voor

zoetwatervissen en marine agar bij platvissen (Noga 1996 en Lewbart

2001). Kolonies van atypische stammen hebben een opvallende grijze

kleur en zijn duidelijk op de agar aanwezig na een week incubatie bij 20-

25°C met vorming van een bruine zone rond de bacteriën (figuur2). Bij systemische ziekte wordt voor

de staalname gebruik gemaakt van lever, nier, milt, hersenen of bloed. Vele onderzoekers verkiezen

de caudale nier om secundaire bacteriële contaminatie te vermijden (Noga 1996, Lewbart 2001 &

Roberts et al. 2009). Bij ulceraties maakt men gebruik van swabs ter hoogte van de rand van de

zweren (Lewbart 2001).

Ook is de diagnose al gesteld geweest op basis van PCR (Kingombe et al. 2010). Deze techniek

werkt via het aantonen van het bacterieel DNA. Allereerst neemt men swabs ter hoogte van de

ulceraties die onmiddellijk in een transportmedium van alcohol worden geplaatst om bacteriële

overgroei tegen te gaan. Vervolgens extraheert men het DNA uit de swabs en voert een PCR uit met

A. salmonicida specifieke primers (Miyata et al. 1996 & Goodwin en Merry 2009). Naast de klassieke

PCR methode kan men ook gebruik maken van 16S r DNA PCR voor identificatie van de kiem na

isolatie (Hossain 2008). De vermenigvuldiging van het DNA is bij deze techniek gebaseerd op het gen

dat codeert voor het ribosomaal DNA, aanwezig in elke bacterie (Lee et al. 2002).

1.1.3. Behandeling en Preventie van atypische Aeromonas salmonicida

De behandeling bestaat uit het injecteren van de klinisch aangetaste dieren met antibiotica of

toediening van antibiotica via het voeder op basis van het antibiogram. Meestal maakt men in de

praktijk hiervoor gebruik van enrofloxacine (10 mg/kg), chlooramfenicol (Van Duijin 1983), florfenicol

en oxytetracycline (Lewbart 2001). Maar het gebruik van chlooramfenicol staat ter discussie wegens

het veelvuldig voorkomen van resistentie (Weir et al. 2012). Ook moeten de niet aangetaste dieren

die verblijven in hetzelfde aquarium of vijver peroraal behandeld worden met enrofloxacine ( 0,05%),

florfenicol of oxytetracycline. Indien dit snel gebeurt is de prognose meestal gunstig. Wel kan er

littekenvorming optreden op de plaatsen waar de zweer aanwezig was (Lewbart 2001 & Roberts et al.

2009). Soms kan het noodzakelijk zijn om de ulcer te debrideren om de genezing te bevorderen, met

andere woorden het necrotisch materiaal, wonddèbris en fibrineus beleg verwijderen (Roberts et al.

2009). Naast orale of parenterale antibiotica toediening kan het ook handig zijn om topicaal te gaan

behandelen met zilversulfadiazine, dit zal de bacteriële contaminatie in de wonde sterk doen dalen en

de wondheling ten goede komen (Roberts et al. 2009).

De beste manier om uitbraken te voorkomen is elke nieuw aangekochte vis voor minstens een maand

in quarantaine te plaatsen en te controleren of deze klinische symptomen ontwikkelt. Op deze manier

kan verspreiding van kiemen naar andere vissen worden vermeden (Lewbart 2001). Verder is het ook

Figuur 2: grijze A. salmonicida kiemen met bruine randzone rond de kolonies (Uit: Glogowski 2009)

5

belangrijk om stress te vermijden zodat er geen daling van immuniteit optreed bij de vissen. Dit kan

door te zorgen voor een goede waterkwaliteit middels iedere maand minstens 25% van het water te

vervangen, de temperatuur constant te houden en te zorgen voor een goede filterinstallatie. Eveneens

moet overbezetting worden vermeden om de infectiedruk zo laag mogelijk te houden (Lewbart 2001 &

Roberts et al. 2009).

Sinds 2015 kan men gebruik maken van een profylactische badbehandeling met anti-Aeromonas

salmonicida IgY bevattend eierdooierpoeder. Dit eierdooierpoeder wordt verkregen door het

verzamelen van eierdooier van kippen, welke gevaccineerd waren met formaline geïnactiveerde

A. salmonicida. Het specifieke IgY verhindert de vasthechting van Aeromonasbacteriën ter hoogte

van de huid en op deze manier dus ook het ontstaan van ulcers (Gan 2015).

1.2. Aeromonas hydrophila 1.2.1. Symptomen en voorkomen van Aeromonas hydrophila.

Aeromonas hydrophila is een gram -,

zoönotische, opportunistische bacterie

die als normale bewoner in de gastro-

intestinale tractus van vissen wordt

aangetroffen (White en Swann 1991).

Deze bacterie geeft aanleiding tot

diverse ziekten waaronder zweren bij

katvissen, baarsachtigen, tropische

vissen en siervissen (White en Swann 1991, Lewbart 2001 & Hunt 2006). In de praktijk is een infectie

met A. hydrophilia meer bekend onder de namen MAD: Motile Aeromonas Disease of MAS: Motile

Aeromonas Septiceamie (White en Swann 1991 & Lewbart 2001).

De symptomen van de geïnfecteerde dieren zijn zeer uiteenlopend en gaan van plotse sterfte tot

verminderde eetlust, abnormaal zwemgedrag wegens abdominale distentie, puntbloedingen,

exophtalmie en ulceraties. De ulcera komen overal op het lichaam voor en zijn gekenmerkt door een

rand van rood ontstoken weefsel en vaak is de onderliggende spierlaag geëxposeerd (Figuur3). Deze

zweren worden veroorzaakt door endothelines die tot expressie worden gebracht door het PEP-O gen

(Lewbart 2001 & Abolghait et al. 2010). Verder ziet men bij de meer systemische ziekte of MAS

haemorrhagische sepsis met necrose van lever, nier, pancreas, milt en skeletspierweefsel (White en

Swann 1991 & Lewbart 2001). Na opklimmende infecties uit het skeletspierweefsel kan uiteindelijk

ook de huid worden aangetast met zweren tot gevolg. Daar Aeromonas hydrophilia een

opportunistische bacterie is, veroorzaakt ze voornamelijk problemen in omstandigheden van stress die

zorgen voor een daling van de immuniteit van de vis zoals: overbezetting, parasitaire infecties,

transport, slechte waterkwaliteit, temperatuurschommelingen en slechte voederkwaliteit (White en

Swann 1991 & Lewbart 2001).

1.2.2. Diagnose van A. hydrophila

De diagnose van MAD is niet zo eenvoudig wegens contaminatie van de stalen door andere bacteriën

(Hazen et al. 1978, Palumbo et al. 1985 & Lewbart 2001). Zeer vaak komen ulcers samen voor met

systemische ziekten en is het makkelijkst om de kiem aan te tonen in stalen van de caudale nier.

Verder is het belangrijk om meerdere dieren te bemonsteren. Indien er klinische symptomen aanwezig

zijn en A. hydrophilia aangetoond kan worden mag men er vanuit gaan dat dit de oorzaak is van de

aanwezige zweren (Lewbart 2001).

Figuur 3:een duidelijke ulcus met expositie van de onderliggende spierlagen bij een regenboog forel veroorzaakt door een infectie met A.hydrophila (uit :Saavedra et al 2004)

6

Het aantonen van deze bacterie kan gebeuren op basis van cytologisch onderzoek van een afkrabsel

van de ulcers. Maar deze techniek is veel minder sensitief dan cultuur en er is ook geen identificatie

van de kiem. De beste manier om de diagnose te bevestigen is een bacteriologische cultuur van

steriel verzameld nierweefsel omdat ulceraties in de meerderheid van de gevallen samen met

systemische infecties voorkomen en er meestal meerdere bacteriën zich vermenigvuldigen in de ulcer

met contaminatie van het staal en bacteriële overgroei van de entplaat tot gevolg (Hunt 2006 &

Lewbart 2001).

Door de ontwikkeling van nieuwere technieken is het ook mogelijk om Aeromonas stammen aan te

tonen via multiplex PCR uit swabs genomen ter hoogte van de rand van de zweer of watermonsters.

Allereerst moeten deze stalen worden aangereikt en gekweekt op een ampicilline dextrine agar.

(Kingombe 2009).

1.2.3. Preventie en behandeling van Aeromonas hydrophila

Preventie is voornamelijk gericht op het vermijden van stressfactoren en door nieuw aangekochte

dieren in quarantaine te plaatsen. Deze stressfactoren zijn niet voor elke eigenaar even duidelijk. Het

kan ook gaan om slechte waterkwaliteit wat de eigenaar zelf niet altijd beseft. Daarom is het belangrijk

om steeds te vragen een waterstaal mee te brengen zodat je dit kan testen op factoren zoals

zuurstofgehalte, nitriet , nitraat, ammoniak, enz. (Van Duijn 1983). Bij ziekte-uitbraak is het ook

belangrijk deze stressfactoren te limiteren en onmiddellijk te behandelen met een breedspectrum

antibioticum waaronder oxytetracycline (3g per 45kg vis in het voeder gedurende 10 dagen), of

gepotentialiseerde sulfonamiden (50 mg per kg vis in het voeder), (White en Swann 1991, Herwig et

al. 1997, Lewbart 2001 & Reddy et al. 2014), amikacine (injectie) (Lewbart 2001), fluoroquinolonen

(via voeder) of enrofloxacine (injectie) (Hunt 2006). Vandaag de dag is men intens op zoek naar

nieuwe behandelingsmiddelen doordat wegens het veelvuldig gebruik van oxytetracycline en

gepotensialiseerde sulfonamiden er al heel wat resistentie aanwezig is (Herwig et al. 1997 & Reddy et

al. 2014). Hierdoor is er steeds meer aandacht voor nanopartikels of NP’s die gebruikt kunnen worden

ter bestrijding van bacteriële infecties. Eén van de bekendste NP’s is zilver en heeft een antibacteriële

werking tegen diverse bacteriën waaronder A. hydrophilia (Reddy et al. 2014).

Indien de eigenaar hiertoe bereid is worden de vissen geanestheseerd zodat men de ulcers scherp

kan debrideren en de vis kan injecteren met antibiotica (Roberts et al 2009).

1.3. Flavobacterium columnaris 1.3.1. Symptomen en voorkomen van Flavobacterium columnaris.

Flavobacterium columnaris is een gram negatieve,

staafvormige, slijmproducerende, filamenteuse,

opportunistische bacterie die ook bekend is onder zijn

vroegere namen Flexcibacter of Bacillus columnaris en is

de oorzaak van columnaris- of cotton wool disease

(Decostere et al.1998, Lewbart 2001, Tripathi 2003,

Roberts et al. 2009). Deze ziekte is wereldwijd een van

de meest voorkomende ziektes bij zoetwatervissen

waaronder katvisachtigen, karpers en koi’s (Cyprinus

carpio koi), maar wordt ook vaak gezien bij meer

tropische vissoorten die als siervis worden gehouden zoals de Black mollie (Poecilia sphenops) en de

Platy (Xiphophorus maculatus) (Decostere et al. 1998, Tripathi 2003, Eissa et all.2010 & Declerq et al

2013). Een infectie gebeurt via direct contact, huidwonden of via orofaecale route (Eissa et all. 2010).

Figuur 4: Duidelijke witte katoenachtige plekken ter hoogte van de kop veroorzaakt door cotton wool disease (Uit: Eissa et all. 2010)

7

Door zijn opportunistisch karakter zijn slechte water kwaliteit, slechte voeding, overpopulatie,

transport, parasitaire of bacteriële ziekten en andere stress factoren predisponerend voor ziekte-

uitbraken (Wakabayashi et al. 1970, Lewbart 2001 & Eissa et all. 2010). Naast deze

stressomstandigheden blijkt ook de afwezigheid van de beschermende mucuslaag op de schubben

predisponerend voor het ontstaan van ulceraties door Flavobacterium (Tripathi 2003).

Typische ziektesymptomen van cotton wool disease zijn een katoenachtige plek op de kop, rug,

vinnen of staart omgeven door een haemorragische zone (Austin en Austin 1987, Decostere et

all.1998, Lewbart 2001 en Eissa et all. 2010) (figuur4). Deze plekken kunnen bij een persistente

infectie ontwikkelen tot diepe zweren met sterfte binnen de 24 tot 72 uur (Lewbart 2001 & Tripathi

2003). Door het snel spreidende karakter van de ziekte en de massale sterfte is dit een economisch

zeer belangrijke ziekte in de aquariumvissenwereld (Decostere et al.1998). In Amerika geeft dit zelfs

verliezen tot 30 miljoen dollar per jaar (Shoemaker et al. 2011).

In de volksmond is cotton whool disease ook bekend als bekschimmel, dit omwille van de grijswitte

aanslag die vaak gezien wordt rond de mond en lippen, met uiteindelijk zwerende ontstekingen die

beginnen zwellen. Hierdoor zal de eetlust van de vis sterk verminderen en zal hij finaal de mond niet

meer kunnen openen. Naast deze specifieke symptomen komen ook niet specifieke symptomen voor

zoals verminderde eetlust, dicht tegen het oppervlak van het water zwemmen en lethargie (Van Duijn

1983).

1.3.2. Diagnose van Flavobacterium columnaris

Het stellen van de diagnose van “Columnaris disease” is meestal

gebaseerd op basis van klinische symptomen en cytologie. Deze

laatste techniek is snel, eenvoudig en goedkoop (Lewbart 2001 en

Tripathi 2003). Voor cytologisch onderzoek maakt men gebruik van

afdrukpreparaten of swabs van de kieuwen of de ulceratieve

huidletsels. Deze swabs smeert men dan uit op een draagglaasje

(Decostere et al. 1998 & Tripathi 2003). Men kan deze preparaten

zowel bekijken als een nat preparaat (Lewbart 2001 & Tripathi 2003)

of men kan een kleuring uitvoeren en deze laten drogen aan de lucht (Tripathi 2003). Onder kleine tot

middelmatige vergroting is er op deze natte preparaten een paddenstoel- tot hooibergvormige

uitpuiling van bacteriën zichtbaar (figuur5). Indien er gebruik gemaakt wordt van een grotere

vergroting ziet men in de periferie van de ‘paddenstoelen’ staafvormige bacteriën die golvende

bewegingen maken (Lewbart 2001). Op een gekleurd preparaat zijn de bacteriën gefixeerd waardoor

ze geen bewegingen meer zullen vertonen.

Een tweede methode om de diagnose te stellen is op basis

van cultuur. Hiervoor gebruikt men huid of kieuwswabs die

men uitsmeert op een agarplaat. (Decostere et al. 1998).

Deze methode vereist wel speciale

antibioticageïmpregneerde media om overgroei van

andere bacteriën te vermijden (Decostere et al.

1998). Dit zijn Cytophaga agar met neomycine (5mg/ml), Hsu-Shotts medium met

neomycine(4mg/ml), of Shieh medium gesupplementeerd met tobramycine. (1mg/ml) (Pacha en Ordal

1967). De gecultiveerde kiemen zijn vlak, klein en licht oranje van kleur door het gevormde pigment

Figuur 5: paddelstoelvormige uitpuiling van Flavobacterium columnaris bacteriën (Uit:Dong et al. 2015)

Figuur 6: geel gekleurde vlakke kiemen op een Hsu-Shots medium en de roze verkleuring na toevoeging van 3% KOH (Uit Eissa et all 2010).

8

flexirubine (figuur 6) (Griffin 1992, Decostere et al. 1998, Lewbart 2001 & Eissa et al. 2010). Na

toevoeging van 3% KOH kleuren de kiemen roze (Griffin 1992) (figuur 6). Ook kan er gebruik gemaakt

worden van histopathologische preparaten. Hierbij ziet men karakteristieke lange filamanteuse

bacteriën die vastgehecht zijn aan het oppervlak van erosies en ulceraties van de huid, de vinnen of

de kieuwen (Tripathi2003). Dit komt vaak samen voor met grote massa’s necrotisch epitheel en

ontstekingscellen (Decostere et al. 1998). In het beginstadium van de huidziekte zijn er enkele

bacteriën zichtbaar in de epidermis met minimale infiltratie van ontstekingscellen. Bij gevorderde

huidletsels is het epitheel verdwenen met aanwezigheid van grote aantallen bacteriën in de dermis en

onderliggende spierlagen, met spierweefselnecrose. De infiltratie van ontstekingscellen is in dit

stadium een mix van neutrofielen, basofielen, monocyten en lymfocyten. De kiemen kleuren roze aan

met HE of gram kleuring en worden voornamelijk teruggevonden in diepe ulcera (Tripathi 2003).

Ten laatste is het ook mogelijk om de diagnose te stellen d.m.v. PCR (Tripathi 2003 & Eissa et al.

2010). Dit kan zowel op basis van stalen van geïnfecteerde huid als op basis van isolaten (Tripathi

2003). Maar dit wordt in de praktijk minder snel gedaan wegens de hogere kostprijs in vergelijking met

eenvoudige cytopathologie.

1.3.3. Preventie en behandeling van Flavobacterium columnaris

Bij de preventie van Columnarisziekte is het belangrijk om te zorgen voor een goede waterkwaliteit en

stresserende omgevingsfactoren te vermijden (Van Duijn 1983, Lewbart 2001, Tripathi 2003 & Eissa

et al. 2010). Dit kan bijvoorbeeld door gebruik te maken van gewenning aan het water gedurende 30

minuten alvorens nieuwe dieren vrij te laten (Tripathi 2003). Ook moeten tijdens de behandeling alle

stressfactoren zoveel mogelijk worden weggenomen en de waterkwaliteit dient te worden

gecontroleerd (cfr.1.2.2.). Verder moeten zieke dieren behandeld worden met een antibioticum d.m.v.

een injectie of met de bad methode (Lewbart 2001, Tripathi 2003). Hiervoor kan gebruik gemaakt

worden van chlooramfenicol, natriumbenzylpenicilline (10,000 IU/L), erythromycine, furazolidone,

kanamycine, lincomycine, nalidixicine zuur, oxytetracycline (16 μg/ml water) en streptomycine wegens

hun lage MIC-waarde (Decostere et al. 1998 & Tripathi 2003). Eventueel kunnen er ook antibiotica

gesupplementeerde voeders worden gebruikt met namelijk sulfamerazine of oxytetracycline. Uit

onderzoek van Declerq et al. 2012 blijkt dat florfenicol, gentamicine, ormetoprimsulfadimethoxine en

trimethoprim-sulfamethoxazole goede antibiotica zijn wegens geen resistentie. Maar in haar

onderzoek was er resistentie aanwezig voor chloramfenicol in 1% van de gevallen, 5% resistentie

tegen nitrofuran, 11% tegen oxytetracycline, 16 % tegen flumequine en oxoline zuur en 10% tegen

enrofloxacine. Het is dus volgens huidig onderzoek eerder af te raden om oxytetracyline, flumequine

en oxoline zuur te gebruiken ter bestrijding van Columnarisziekte in tegenstelling tot wat vroeger vaak

werd toegepast.

Verder is bij aanwezigheid van huidletsels aan te raden om antibiotica therapie te combineren met

baden in KMnO4 (2 ppm) of CuSO4 (1 ppm) gedurende 2 tot 8 uur. Indien de kleur van het water

binnen de 4 uur verandert van wijnrood naar geelbruin is er nog een kuur met KMnO4 nodig wegens

oxidatie van KMnO4 (Tripathi 2003).

Naast medicamenteuse behandeling, topicale behandeling met KMnO4 of CuSO4 en limiteren van

stressfactoren kan ook het afkoelen van het water handig zijn in de bestrijding van cotton wool

disease wegens verminderd voorkomen van infectie bij lagere temperaturen (Tripathi 2003). Wel moet

hierbij opgelet worden dat dit geleidelijk aan gebeurt zodat er geen stress ontstaat bij de vissen met

een daling van de immuniteit en nog ernstigere symptomen tot gevolg.

9

1.4. Mycobacterium spp. 1.4.1. Symptomen en voorkomen van Mycobacterium spp.

Mycobacteriose is een aandoening die

wordt veroorzaakt door gram positieve,

zuurvaste mycobacteriumbacillen (Van Duijn

1983, Pourahmad et al. 2014). De

aandoening wordt gezien bij zeer veel diverse

vissoorten waaronder kempvissen (Betta

splendens), steurs, goudvissen (Carassius

Auratus) en snoeken (Esox lucius) (Nigrelli en

Vogel 1963, Austin en Austin 1987). Binnen de

familie Mycobacteriaceae onderscheidt men

bij vissen diverse mycobacterium stammen

waarvan M. marinum, M. fortuitum en M.

chelonae het meest worden geïsoleerd

(Novotny et al. 2004 & Zhang et al. 2015). De infectie kan overgedragen worden door direct contact

tussen vissen met ulceraties, opname van bacteriën uit het water door middel van de huid of de

kieuwen, het drinken van besmet water, opname van besmet voedsel of aanvreten van dieren

gestorven aan mycobacteriose. Bij levendbarende vissen zoals guppy’s kunnen jongen reeds voor de

geboorte worden besmet (Van Ramshorst 1979).

De symptomen van mycobacteriose zijn zeer variabel, niet specifiek en afhankelijk van de aangetaste

weefsels en organen. Deze symptomen zijn dyspnee, huidzweren, lethargie, zwakte, massale sterfte

peritonitis met abdominale distensie, granulomen in lever, nier, mesenterium en milt (Figuur 7) met

vergroting van de aangetaste organen en vermageren. Verder kan ook exophthalmos optreden bij

tuberculeuze processen achter het oog met toename van de oogboldruk wat kan leiden tot blindheid

(Nigrelli en Vogel 1963,Van Ramshorst 1979, Van Duijn 1983, Pungkachonboon et al. 1992, Gauthier

et al. 2003 & Zhang et al. 2015). Uitzonderlijk dringt de infectie door in het botweefsel met vervorming

zoals kromming van de ruggengraat en uitrafelen van de visstralen (Van Romshorst 1979 & Van Duijn

1983). Wegens de grote diversiteit van vatbare vissoorten, de massale sterfte die mycobacteriose

veroorzaakt en het zoönotisch potentieel is het economisch gezien een zeer belangrijke ziekte.

Hierdoor is een snelle diagnose en preventie van de ziekte van zeer groot belang in vijver- en

aquariumvissen om massale verliezen te vermijden (Puttinaowarat et al. 2000 & Zhang et al. 2015).

1.4.2. Diagnose van Mycobacterium spp.

De hierboven beschreven symptomen kunnen reeds een vermoeden geven van vistuberculose. Maar

deze vermoedelijke diagnose moet worden bevestigd op basis van diagnostische technieken (Van

Ramshorst 1979).

De diagnose van Mycobacteriose kan gesteld worden met behulp van immunohistochemie of ELISA

met behulp van een specifieke monoklonaal antilichaam voor M. marinum (Mab 8F7 ). Dit is dus

enkel mogelijk als Mycobacterium marinum de oorzakelijke bacterie is en niet bij M.fortuitum of M.

chelonae (Puttinaowarat et al. 2000). Het is daarom beter om de diagnose te stellen op basis van

PCR. Deze techniek is gevoelig voor M. marinum, M. fotuitum en M. chelonae in tegenstelling tot Elisa

en immunohistochemie die enkel gevoelig zijn voor M. marinum (Knibb et al. 1993, Pourahmad 2013

& Zhang et al. 2015). Het voordeel bij PCR is dat het zowel kan worden gebruikt op isolaten uit ulcers

van vissen als voor detectie van bacteriën in het water (Puttinaowarat et al. 2000 & Zhang et al. 2015).

Ten derde zijn voor PCR de sensititviteit 93,3% en specificiteit 100%, wat beter is dan deze van

Figuur 7: goudvis met granulomen in diverse organen door een mycobacterium infectie. (Uit Passantino et al. 2008)

10

cultuur of histophatologie (Pourhamad et al 2014). Bij PCR maakt men gebruik van het aantonen van

bacterieel DNA d.m.v. amplificatie van specifieke DNA-sequenties op basis van Mycobacterium

specifieke primers (Zhang et al. 2015). Ook kan er gebruik gemaakt worden van M. marinum

specifieke Mar- primers. Door gebruik van deze primers zal enkel DNA van Mycobacterium marinum

worden vermenigvuldigd en niet van andere bacteriestammen of andere bacteriën behorende tot de

familie van de Mycobacteriaceae (Pourhamad et al. 2014). Als staal voor het uitvoeren van PCR blijkt

dat miltweefsel beter is dan nierweefsel en nierweefsel op zijn beurt beter is dan leverweefsel

(Pourhamad et al. 2014).

Verder kan ook gebruik gemaakt worden van cultuur (Nigrelli en Vogel 1963, Gauthier 2003 & Zhang

et al. 2015). Bij deze techniek worden bacteriën geïsoleerd uit bloed of viscerale granulomen uit milt,

lever of nier en gedurende 30 dagen geïncubeerd bij 28°C op een BHI- of ‘Brain Heart Infusion’- agar

(Zhang et al. 2015). Naast BHI-agar kan ook nog gebruik gemaakt worden van andere bodems zoals

Middlebrook (Mougin et al. 2015). Het nadeel van cultuur is de lange incubatieperiode van 30 dagen in

tegenstelling tot veel snellere detectie met PCR of ELISA (Zhang et al. 2015). Maar de detectie van M.

marinum kan worden verbeterd door toevoeging van plantenextracten van C. calamistratum en E.

africanus aan een Middlebrook agar (Mougin et al. 2015). Door toevoeging van deze extracten

verkrijgen de bacteriële kolonies autofluoriscerende eigenschappen onder invloed van het opgenomen

chlorofiel. De kleur is afhankelijk van de plantensoort en onafhankelijk van het medium. Deze techniek

vergemakkelijkt de detectie van micro kolonies en zorgt dus voor een veel snellere diagnose in

vergelijking met de oorspronkelijke cultuurprocedures (Mougin et al. 2015). Meestal zal in de praktijk

geen cultuur worden gedaan door de te lange incubatieperiode.

Ten laatste kan ook gebruik gemaakt worden van histopathologie waarbij microscopische

doorsnedepreparaten of uitstrijkjes gekleurd worden met een zuurvaste Ziehl-Neelsen kleuring of een

gewone HE kleuring (Van Duijn 1983 & Gauthier et al. 2003). Bij de Ziehl-Neelsen kleuring zullen de

zuurvaste mycobacteriumbacillen het rode carbolfuchsine vasthouden in tegenstelling tot alle niet

zuurvaste bacteriën die blauw aankleuren na de tegenkleuring met methyleenblauw (Van Duijn 1983

& Gauthier et al. 2003). Deze kleuring wordt voornamelijk gebruikt op granulomen uit het miltweefsel,

maar deze techniek is pas effectief 8 weken na infectie. Want voor de periode van 8 weken is het

mogelijk dat er nog geen zuurvaste bacillen aanwezig zijn (Gauthier et al. 2003). Naast de agressieve

Ziehl-Neelsen kleuring zijn er ook nog minder agressieve kleuringen zoals Fite-faraco.

1.4.3. Behandeling en preventie van Mycobacterium spp.

Sommige wetenschappers zijn van mening dat zieke vissen die besmet zijn met mycobacteriose

onmiddellijk moeten worden geëuthanaseerd wegens de zeer moeilijke behandeling en het zoönotisch

potentieel. Maar anderen zijn overtuigd dat behandeling wel succesvol kan zijn indien de infectie

beperkt is tot de huid. Het behandelen van de zieke vissen is wel zeer moeilijk wegens de grote

resistentieproblematiek bij M. fortuitum.

Men kan bij grotere vissoorten de huid eventueel insmeren met chloortetracycline of oxytetracycline

zalven indien de infectie beperkt is tot de huid (Van Duijn 1983). Bij inwendige infecties is het

aangeraden om de vissen intramusculair te injecteren in de staartwortel. Wegens de

resistentieproblematiek wordt aangeraden om een combinatie te gebruiken die werkt tegen

M. marinum, M. chelonae en M. fortuitum, namelijk een combinatie van enkele van volgende

middelen: sulfisoxazool, doxycycycline, minocycline, chloramine B of T, ethambuthol, erythromycine,

penicilline, rifampicine , streptomycine, sulfonamiden en tetracycline (Van Duijn 1983). Uit onderzoek

van Colorni et al.1998 blijkt dat M. marinum voornamelijk gevoelig is voor rifampicine, streptomicine

en allicine (extract uit look).

11

Eenvoudiger is om antibiotica toe te dienen via het voeder, maar hiervoor moeten dieren nog steeds

willen eten. Dit is meestal moeilijker omdat symptomen van mycobacteriose lethargie en

verminderde eetlust zijn. Verder kan natuurlijk ook gekozen worden voor de badmethode. Deze

methode kan extra ondersteunend werken voor het behandelen van ulcers als combinatie bij de

voedermethode of de IM injectie (Van Duijn 1983).

Naast behandelen kan er ook preventief worden opgetreden tegen M. marinum door middel van een

nog niet commercieel beschikbaar vaccin. Hierbij maakt men gebruik van een DNA vaccin op basis

van het Ag 85 A gen dat codeert voor een fibronectine ewit. Na toediening ziet men het ontstaan van

een beschermende humorale imuunrespons tot 120 dagen na vaccinatie (Pasnik en Smith 2005).

Ook is het belangrijk om na infecties de aquaria grondig te gaan reinigen en desinfecteren met 70%

ethyl alcohol, 1% benzyl-4-chlorofenol en natriumchloride. Dit zorgt ervoor dat er een sterke reductie

optreed van het aantal Mycobacterium kiemen (Mainous en Smith 2005).

2. Oomyceten of “waterschimmels”

2.1. Aphanomyces invidans 2.1.1. Symptomen en voorkomen van Aphanomyces invidans.

Aphanomyces invidans is de oorzaak van een

ulceratieve mycosis (Figuur 8) namelijk EUS of

‘epizootic ulcerative syndrome’ en komt voor bij

zowel zout- als zoetwatervissen zoals de goudvis

(Carasius auratus) en de ayu (Plecoglossus altivelis)

maar ook bij tropische aquariumvissen zoals de

dwerggourami (Colissa laila) (Hatai et al. 1994,

Blazer et al. 1999, Lilley et al .2003 & Hawke et al

2003). A. invidans is een typische sporenvormer, in

aanwezigheid van zoet water of water met een laag

zoutgehalte ontwikkelen de hyphae, sporangia met productie

van secundaire sporen die zich kunnen voortbewegen d.m.v.

flagellen (Blazer et al. 1999 & Kiryu et al. 2005). In sommige

omstandigheden worden er ook cysten gevormd, deze cysten

zijn infectieus door hun eigenschap om germinatietubes te

vormen die binnendringen in de huid (Kiryu et al.2005) (figuur9).

Omdat er sporulatie en germinatie nodig is om infectie te

kunnen veroorzaken is het dus nuttig te weten welke

parameters de sporulatie en germinatie beïnvloeden. Ten eerste

blijkt de aanwezigheid van water van groot belang (Kiryu et al.

2005). Zo ziet men enkel sporulatie in water en niet in agar of

andere media. Ten tweede speelt ook de temperatuur een

belangrijke rol in de sporulatie. Er treedt geen sporulatie op bij

zeer lage temperaturen of temperaturen boven de 30°C en

maximale sporulatie vindt plaats bij een temperatuur van 25°C

(Kiryu et al. 2005). Ten derde dient er rekening te worden met

het zoutgehalte. Hierbij stelt men vast dat transfer van een laag

zoutgehalte (1 psu of practically salinity unit) naar hoog

zoutgehalte (4-6 psu) zorgt voor onmiddellijke vorming van secundaire zoösporen. Ten laatste is er de

Figuur 9: Elektronenmicroscopisch

beeld van de germinatie van

secundaire Aphanomyces invidans

sporen in de mucus en op een schub

van een Atlantische Manheden met

aanwezigheid van duidelijke

germinatie tuvbes (uit :Kiryu et al.

2005)

Figuur 8: Figuur 8: Duidelijk gedemarceerde

huidulceraties bij een katvis veroorzaakt door

Aphanomyces invidans (Uit Hawke et al. 2003).

12

invloed van de aanwezigheid van mucus van bepaalde vissoorten. Zo stelt men vast dat bij

aanwezigheid van mucus de secundaire zoosporen niet random maar in boogjes naar de mucus toe

bewegen en germinatie tubes vormen met ontkieming en binnen de 2-6 uur met infectie tot gevolg

(Kiryu 2005) (figuur 9).

Een infectie met Aphanomyces gaat gepaard met kleine plekjes waar schubben verdwijnen met

roodheid tot gevolg. In verdergevordede stadia worden deze plekjes steeds groter met het vorming

van kratervormige ulcera die eventueel secundair bacterieel geïnfecteerd zijn (Figuur9). Ook zien we

vaak het optreden van abdominale zwelling zonder ascites met verkleving van de buikwand aan de

interne organen (Wada et al.1994). Uit experimenteel onderzoek in labo’s blijkt dat deze klinisch

waarneembare huidletsels aanwezig zijn 9 dagen na infectie (Blazer et all 1999).

2.1.2. Diagnose van Aphanomyces invidans

De diagnose van Aphanomyces kan

gesteld worden door gebruik te maken

van verschillende methoden. Ten eerste

kan een histologisch onderzoek

uitgevoerd worden van de letsels bij

gelijkschouwde vissen (Wada et al.

1994, Blazer et al. 1999 & Hawke et al.

2003). Op lijkschouwing ziet men talrijke

ulceratieve letsels die diep tot in het

onderliggende spierweefsel penetreren

en in ernstige gevallen zelfs tot op het

botweefsel. Uit deze letsels kan men

met een pincet massa’s van niet

septale, vertakte hypfen verwijderen. Deze zweren worden steeds groter en zijn vaak bedekt door

celdébris, hyphae en secundaire bacteriën (Hawke 2003). Op histopathologie is er chronische

inflammatie zichtbaar met vorming van granuloma’s vanaf het stratum compactum tot in de spierlaag.

Deze granulomen bestaan uit epitheliode cellen, débris en neutrofielen omgeven door fibroblasten en

bevatten in het centrum talrijke fungale hyphae. Soms zijn er ook grote vacuolen zichtbaar in de

granulomen na degeneratie van epitheliode cellen (figuur 10). Verder treed er bij diepe huidletsels tot

in de spierlaag ook necrose van skeletspiervezels op (figuur 11). De hyphen zijn eenvoudiger te zien

bij de PAS- kleuring wegens de PAS positieve eigenschappen (paarsverkleuring) van de hyphae

(Wada et al. 1994). Met deze techniek kan men zeggen dat het om een schimmelinfetie gaat maar

niet om welke schimmelinfectie, omdat er in het weefsel geen vorming optreedt van de specifieke

reproductieve structuren die nodig zijn voor de differentiatie tussen de verschillende soorten

schimmels (Vandersea et al. 2006). Naast deze granulomen ziet men ook de duidelijke lokale

afwezigheid van de epidermis met een haemorrhagisch tot necrotisch uitzicht van de onderliggende

spieren. In meer chronische gevallen ziet men bindweefselvorming, neovascularisatie en infiltratie van

ontstekingscellen namelijk veel macrofagen en een klein aantal lymfocyten en plasmacellen. (Hawke

et al. 2003)

Ten tweede kan men ook een swab of kleine weefselstukjes nemen uit het centrum van de ulcus en

deze enten op een entplaat met een POX- of PYG-agar (peptone,zetmeel en glucose) met groei van

de schimmel na een incubatieperiode van 48 tot 72 uur bij 20 tot 25°C ( Hawke et al. 2003 & Blazer et

al. 1999). Deze isolaten kunnen dan verder microscopisch of moleculair op basis van PCR worden

onderzocht voor identificatie van de schimmel (Hawke et al. 2003). Vandersea et al. (2006) hebben

Figuur 11: aanwezigheid van skeletspiernecrose ter hoogte van de pijlen (uit: wada et al. 1994).

Figuur 10: granuloma’s met epetheliode cellen omgeven door een dun laagje van fibroblasten en talrijke hyfen in het centrum (uit: Wada et al. 1994).

13

een species specifieke PCR ontwikkeld die kan gebruikt worden op isolaten maar ook rechtstreeks op

weefselstalen. Daarnaast ontwikkelde deze onderzoeksgroep een FISH of fluorescent peptide in situ

hybridisatie. Deze FISH-techniek zorgt voor een directe detectie van mycelachtige structuren in dunne

weefselsnedes van geïnfecteerde vissen door middel van een fluoresciëne probe die zorgt voor

hybridisatie van RNA. Deze weefselsnedes moeten zo snel mogelijk worden gefixeerd en

gehybridiseerd om RNA degradatie te vermijden (Lilley 2003 & Vandersea et al 2006). Door middel

van de mogelijkheid tot een directe detectie van het specifieke oorzakelijke agens zijn deze nieuwe

methoden veel sneller dan de oude methode. In de praktijk wordt meestal histopathologisch

onderzoek gedaan om te concluderen dar het om een schimmel gaat en dan overgegaan tot

behandeling zonder differentiatie tussen verschillende schimmels (Hawke 2003 & Vandersea 2006).

2.1.3. Behandeling en preventie van Aphanomyces invidans

Momenteel bestaat er nog geen effectieve behandeling voor geïnfecteerde dieren. De enig oplossing

die men momenteel heeft is het verwijderen van de aangetaste vissen en toevoegen van zout en

calciumcarbonaat aan het water (Lilley 2003). Verder kan men wel eventueel ter preventie bij

recidiverende problemen zorgen voor immunostimulatie van de dieren door een injectie met of het

mengen van Salar-bec (300g/kg vit C,150g/kg vit B en zeer kleine concentraties van vit B1,B2,B6 en

B12) onder het voeder (Miles 2001). Door het gebruik van Salar-bec zal de infectie niet voorkomen

worden maar zal ongeveer 52% van de dieren de infectie overleven terwijl er anders meer dan 60 %

van de dieren sterft. Deze visziekte is economisch gezien dus zeer belangrijk wegens de hoge

morbiditeit en mortaliteit en het feit dat er geen effectieve behandeling bestaat waardoor uitbraken

vaak moeten worden gestopt door het opruimen van een volledige populatie vissen in een vijver of

een aquarium.

2.2. Saprolegnia 2.2.1. Symptomen en voorkomen van Saprolegnia

Saprolegnia behoort net zoals Aphanomyces invidans tot de

oomyceten, dit zijn vrijlevende waterschimmels die veel

eigenschappen hebben van schimmels. Maar er is een groot

verschil in de levenscyclus, de Saprolegnia hebben duidelijke

afgelijnde levensstadia die niet voorkomen bij de fungi (Van

West 2006). Saprolegnia parasiteert voornamelijk

zalmachtigen maar kan ook voorkomen bij andere vissoorten

zoals karpers, goudvissen, bruine dwergmeerval (Ameiurus

nebulosus), kettingsnoek (Esox reticulatus) en forelbaars

(Micropterus salmoides) (Tiffney 1939).

De symptomen zijn sterk gelijkend op deze van Aphanomyces. Saprolegnia is sapro- en necrofaag en

geeft aanleiding tot katoenachtige tot necrotiserende huidletsels beginnende op de kop en uitdeinend

over het lichaam van de vis (Van West 2006) (Figuur 12).

2.2.2. Diagnose van Saprolegnia.

De diagnose van saprolegnia wordt gesteld op basis van histopathologie van gelijkschouwde vissen.

Hierop zien we aanwezigheid van hyphen in de spieren en necrose van huid en onderliggende

spierlagen. De verschillende stammen kunnen dan worden geïsoleerd na inoculatie van stukjes

geïnfecteerde spier op glucose-zetmeel agar ( Hatai en Hoshiai 1992).

Figuur 12: Zalm met necrotische huidletsels op de kop veroorzaakt door Saprolegnia parasitica (Uit: Van West 2006).

14

2.2.3. Behandeling van Saprolegnia

Vroeger werd er behandeld met malachietgroen, dit was zeer efficiënt maar is nu verboden. De dag

van vandaag probeert men met zout de groei van de oomyceten te vertragen maar dit lukt maar

gedeeltelijk en is niet echt goed als bestrijding tegen Saprolegnia. Verder gebruikt men soms

formaldehyde maar dit is sterk af te raden wegens zijn carcinogene eigenschappen. Dus eigenlijk is er

de dag vandaag geen goede behandeling en is er dringend nood aan een goed en adequaat product

(Van West 2006).

3. Virussen

3.1. Cyprinid herpes virus type 3 of koi herpes virus

3.1.1. Symptomen en voorkomen van koi herpes virus.

Cyp-HV type 3 of ook wel gekend als koi herpes virus (KHV) is een economisch belangrijke ziekte

door de massale sterfte bij karpers en koi’s ten gevolge van deze aandoening. Eerst werd gedacht dat

enkel karpers en koi’s aangetast konden worden of subklinsche drager konden zijn van cyp-HV type3

(Matsui et al. 2008 & Bergman et al. 2010). Maar later bleek uit PCR onderzoek dat ook andere

verwante vissoorten zoals de goudvis (Carassius auratus) subklinische dragers konden zijn. Deze

subklinische geïnfecteerde dieren zijn gevaarlijk voor de verspreiding van de ziekte. Dit wegens het

feit dat ze geen symptomen vertonen maar wel virus uitscheiden met de kans op besmetting van

andere vissen (El-Matbouli en Soliman 2011 & Cho et al. 2014).

De klinische symptomen zijn zeer uiteenlopend namelijk: luchthappen, bleke verkleuring en

necrosehaarden op de kieuwen, ulcera, verminderde of overdreven mucusproductie, lethargie,

anorexie en diepliggende ogen (Hedrick et al. 2000, Gray et al. 2002, Bondad-Reantaso 2004,

Mcdermott,en Palmeiro 2013 & Cho et al. 2014). Op lijkschouwing vindt men weinig specifieke letsels

zoals: een donker en gevlekt uitzicht van inwendige organen, vocht in de coeloomholte en talrijke

vergroeiingen (Bondad-Reantaso 2004 & Hartmann et al. 2004). Deze orgaanafwijkingen kunnen ook

histopathologisch onderzocht worden. Hierbij ziet men mogelijks virusinclusies in de celkern van

cellen van de kieuwen of nieren (Pokorova et al. 2005).

Het virus wordt uitgescheiden in de omgeving via de faeces en vervelling van schubben (Pikarsy et al.

2004, Dishon et al. 2005). Omdat het virus dus terecht komt in de omgeving is het belangrijk om te

weten hoe het virus daar overleeft. Tot op vandaag bestaan er nog onvoldoende goede

detectiemethoden om de sterk verdunde hoeveelheden virus op te sporen in water en sediment.

(Matsui et al. 2008)

3.1.1.1. Diagnose van koi herpesvirus

Het stellen van de diagnose bestaat uit 2 delen: eerst het vaststellen van de klinische symptomen en

abnormaliteiten op autopsie en histophathologie (virusinclusies) en vervolgens het aantonen van het

virus, viraal DNA of antistoffen (Matsui et al. 2008).

Het aantonen van het virus kan door middel van virusisolatie uit aangetaste weefsels zoals nieren,

darmen of lever en identificatie na amplificatie in specifieke cellijnen (Hedrick et al. 2000, Le Deuff et

al. 2001, Bondad-Reantaso 2004, Perelberg et al. 2008, Matsui et al. 2008 & Cho et al. 2014). Het

voordeel van deze techniek is wel dat men het oorzakelijk agens aantoont rekening houdend met de

postulaten van Koch. Zodat men zeker is dat KHV de oorzaak is van de ziekte en geen ander

microbiologisch agens. Maar door het tijdrovende aspect van de virusisolatie wordt deze techniek in

de praktijk zeer weinig gebruikt. Dit wegens de aanwezigheid van snellere methodes zoals PCR en

15

ELISA (Bergmann et al.2006). virusisolatie met behulp van cellijnen op bevroren stalen kan maar is

moeilijker en soms niet efficiënt (Pokorova et al. 2005).

Het virale DNA kan aangetoond worden via PCR- of modernere LAMPmethoden (Le Dueff et al. 2001

Bondad-Reantaso 2004, Bergmann et al. 2006, Matsui et al. 2008 & Cho et al. 2014). Om het virale

DNA aan te tonen moet het eerst worden geëxtraheerd uit geïnfecteerd weefsel. Hiervoor kan gebruik

gemaakt worden van lever, nieren, milt (Le Dueff 2001, Matsui et al.2008 & Cho 2014), hart en

hersenen (Matsui et al. 2008 & Cho 2014). Het voordeel van PCR is dat deze techniek kan gebruikt

worden op bevroren stalen of stalen die gefixeerd zijn in ethanol (Bergmann et al. 2006). Ook blijkt dat

PCR een gevoeligere methode is dan virusisolatie (Le Dueff et al. 2001).

Verschillende onderzoekers (Bergmann 2006 & Monaghan et al. 2015) konden nooit dragerdieren

diagnosticeren met enkelvoudige PCR. Maar Cho et al. (2014) slaagden er wel in om het DNA van

KHV aan te tonen in de ingewanden van subklinisch geïnfecteerde goudvissen (Carassius auratus).

LAMP is een nieuwe methode die gebruikt kan worden voor de diagnose van virussen. Deze techniek

is gebaseerd op nucleïnezuuramplificatie onder isotherme condities (Notomi et al .2000). Vissen die

blootgesteld worden aan KHV maken antistoffen aan die gedetecteerd kunnen worden door middel

van ELISA (Ronen et al. 2003). Deze methode maakt dus geen gebruik van directe detectie van KHV

in tegenstelling tot andere methodes. Het nadeel hieraan is dat een positieve test enkel zegt of de vis

in contact is geweest met het virus en niet of hij geïnfecteerd werd (Ronen et al.2003 & Dishon et

al.2005). Het voordeel aan ELISA is dat de test kan gebeuren op serum en er dus geen dieren moeten

worden gedood in tegenstelling tot de PCR-test (Adkison et al. 2005).

3.1.1.2. Preventie en behandeling van koi herpes virus

Koi herpes virus is een zeer ernstige infectie met een morbiditeit en mortaliteit variërend van 50 tot

100%, hierdoor treedt een zeer grote economische schade op voor kwekers die een infectie

meemaken (Perelberg et al. 2008). Momenteel is er geen antivirale behandeling voor KHV en kan

enkel getracht worden om de kans op overleving te verhogen door de watertemperatuur te doen

stijgen tot 30°C. Maar dit verhoogt de kans op het optreden van bacteriële infecties (Cfr. 1. Bacteriën)

(Hartmann et al. 2004). De vissen die de infecties overleven worden wel drager van het virus en

kunnen later bij een daling van de immuniteit het virus opnieuw uitscheiden (Hartmann et al. 2004).

Uit onderzoek van Shimizu et al. (2006) blijkt dat in een natuurlijk milieu KHV na 3 dagen niet meer

infectieus is, terwijl het virus 7 dagen infectieus blijft in gefilterd, gesteriliseerd of geautoclaveerd

water. Dit kan verklaard worden door de inactivatie van het virus door anti-virale bacteriën die in het

natuurlijke water aanwezig zijn. Dit gegeven kan ook gebruikt worden bij de behandeling van Koi

herpesvirusuitbraken. Indien alle vissen uit de vijver worden verwijderd, zou na een drietal dagen de

vijver niet meer infectieus zijn (Shimizu et al. 2006). Andere onderzoekers beweren dan weer dat het

noodzakelijk is om alle vissen en het water uit het aquarium te verwijderen en vervolgens het

aquarium en alles wat in contact is geweest met de zieke vissen grondig te reinigen en te

desinfecteren met chlorine oplossingen van 200mg/L (Noga 1996 & Hartmann et al. 2004).

Omdat er geen antivirale behandeling bestaat is preventie des te belangrijker. Om intrede van infectie

bij aankoop van nieuwe vissen te vermijden is het belangrijk om de nieuw aangekochte vissen in

quarantaine te plaatsen gedurende minimum 30 dagen. Indien er een vis ziek wordt of sterft moet

deze gecontroleerd worden door een dierenarts. Op het einde van de quarantaineperiode worden dan

bloestalen genomen voor Elisa om eventueel eerder contact met KHV uit te sluiten.

Verder kan er ook sinds 2003 gevaccineerd worden voor KHV (Ronen et al. 2003, Hartmann 2004 &

Perelberg 2008). Maar herhaaldelijke vaccinatie is wel noodzakelijk. Maar er kan diagnostisch geen

16

onderscheid gemaakt worden tussen de gemodificeerde vaccinstam en de wilde virusstam (Hartmann

20004) wat problemen met zich meebrengt om te bewijzen dat dieren gevaccineerd zijn i.p.v.

geïnfecteerd.

Dus vandaag de dag is het belangrijk om goed te werken met quarantaine en voorzichtig te zijn bij

aankoop van nieuwe dieren. Wel is er nood aan een goed functionerend vaccin maar er zou een

diagnostisch onderscheid tussen gevaccineerde en geïnfecteerde dieren moeten kunnen worden

gemaakt.

4. Parasieten Vele parasitaire huidinfecties geven aanleiding tot het ontstaan van kleine huidletsels of jeuk waardoor

vissen beginnen schuren en zo hun huid beschadigen. Deze huidletsels worden zeer vaak secundair

bacterieel of fungaal geïnfecteerd door de hierboven vermelde bacteriën en schimmels, waardoor de

huidletsels of zweertjes die aanwezig waren groter zullen worden en persisteren. In het onderstaande

stukje worden enkele belangrijke parasitaire infecties besproken maar, secundaire bacteriële

complicatie met het ontstaan van ulcers kan voorkomen bij elke parasitaire huidinfectie die aanleiding

geeft tot directe of indirecte beschadiging van de huid. Als laatste moet er worden opgemerkt dat niet

elke parasitaire infectie aanleiding geeft tot een zieke vis, maar dat het vaak een samenloop is van

slechte managementfactoren zoals slechte waterkwaliteit samen met stress en parasitaire infecties.

4.1. Ichthyophthirius multifiliis of ‘witte stip’ 4.1.1. Symptomen , voorkomen en levenscyclus van I. multifiliis.

Ichthyophthiriasis of witte stip wordt veroorzaakt door een parasitaire

ciliare protozoa (Ichthyophthirius multifiliis) en is wereldwijd één van de

meest voorkomende visziekte in vijvers en zoetwateraquaria (Nigrelli et

al. 1976, Van Duijn 1983, Colorni 1998, Matthews 2005, Garcia et al.

2007 & Coyne et al. 2011).

Eveneens is het belangrijk om de levenscyclus (Figuur13) van deze

parasiet te begrijpen om inzicht te krijgen in het ontstaan van de

symptomen en de verspreiding van de ziekte. De jonge ciliaire parasiet

of de theront (0,03 tot 0,04mm) dringt de huid binnen door passage

doorheen de beschermende mucuslaag en boort zich door de

opperhuid heen tot tegen de lederhuid. Hierdoor ontstaat er een

weefselreactie met celwoekering, die aanleiding geeft tot het omsluiten

van de parasiet met de pathognomonische witte tot grijzachtige bolletjes

op het lichaam van de vis tot gevolg (Nigrelli et al. 1976,Van Duijn 1983, Noe en Dickerson 1995 &

Coyne 2011). Deze parasieten blijven in de huid aanwezig en voeden zich met rode bloedcellen

afkomstig uit de capillairen ter hoogte van de overgang van opperhuid naar lederhuid (Van Duijn

1983). Deze trophonten zorgen voor irritatie in de huid met een verhoogde mucusproductie tot gevolg

(Dickerson 2006). Vanaf dat de parasieten in de vis zijn binnengedrongen spreekt men over de

trophont (Wuyts 2012). Dit trophont stadium gaat door tot op het moment dat ze hun volwassen groote

hebben bereikt van 0,2 à 0,5 mm (Van Duijn 1983 & Coyne 2011). Dan boort deze volwassen nu

rugbybalvormige parasiet of tomont met korte trilharen zich doorheen de huid naar buiten toe met

ulceratieve en erosieve huidletsels tot gevolg. Deze huidletsels kunnen dan secundair bacterieel (zie

hoofdstuk 1) worden geïnfecteerd met steeds groter wordende zweren tot gevolg. Deze tomont hecht

zich vervolgens vast op de bodem of planten en vormt zich om tot een ingekapselde tomiet, welke

zich vermenigvuldigt door 2-deling en aanleiding geeft tot 500 à 1200 nieuwe infectieuze theronten

Figuur 13: Levenscyclus van Ichthyopthirius multifiliis (Naar: Coyne et al. 2011)

17

(Van Duijn et al. 1983). Door deze massale vermenigvuldiging, spreidt de ziekte zich razendsnel in het

aquarium met massale sterfte indien niet op tijd wordt ingegrepen (Nigrelli 1976,Van Duijn 1983 &

Matthews 2005). De snelheid van ontwikkeling van het trophontstadium en de deling in het

tomietstadium zijn afhankelijk van de temperatuur en verlopen sneller bij hogere, meer tropische

watertemperaturen (25-28°C) (Suzuki 1935, Nigrelli et al. 1976 & Van Duijn 1983). Dit verklaart

waarom de ziekte in onze contreien veel sneller ontwikkelt in tropische aquaria dan in vijvers en

ernstige economische verliezen veroorzaakt in de tropische siervissen industrie (Ling 1992).

4.1.2. Diagnose van Ichthyophthirius multifiliis

De diagnose van witte stip wordt in de praktijk meestal gesteld op

basis van de typische pathognomonische witte stipjes op de huid en

de vinnen van de geïnfecteerde vissen (figuur 14) (Van Ramhorst

1979, Dickerson 2006 & Maceda-Veiga et al. 2009). Maar dit kan

moeilijker zijn bij weinig gepigmenteerde vissen en bij massale

blootstelling van een vis aan theronten zal de vis sterven alvorens

de witte stippen zichtbaar worden (Dickerson 2006). Voor het

definitief bevestigen van de diagnose kan gebruik gemaakt worden

van histopathologie van huid- en kieuwbiopten. In deze

histopathologische preparaten kan men duidelijk de ingekapselde

trophonten zien in de verschillende stadia van hun ontwikkeling en

de hyperplastische reacties van de huid op de aanwezige parasieten wat zich uit in de witte stipjes op

het oppervlak van de vis. Naast deze biopten kan men ook huidafstrijkjes onderzoeken in het stadium

van aanwezigheid van de witte stippen waarin mogelijks levende ronddraaiende parasieten zichtbaar

zijn. Zowel in de histologische preparaten als op de huidafstrijkjes zullen de Ichtthyopthirius multifiliis

parasieten een typische hoefijzervormige kern bezitten (Van Ramshort 1979, Gleeson 1999 &

Dickerson 2006).

In latere stadia, wanneer de vis omwille van de jeuk is beginnen schuren en er grotere huidletsels

ontstaan zijn die mogelijk bacterieel of fungaal geïnfecteerd. In dat geval is bacteriologisch of fungaal

onderzoek aangewezen (Cfr. 1.Bacteriën en 2. Schimmels).

4.1.3. Behandeling van Ichtthyopthirius multifiliis

Bij uitbraken van I. multifiliis kan men de vissen behandelen door middel van toevoegen van zout of

vele andere behandelingsmiddelen zoals methyleenblauw of KMnO4 in het water. Hiermee kan men

enkel de vrijzwemmende stadia doden. Hierdoor zal er na 3-4 dagen opnieuw moeten worden

behandeld omdat op dat moment de trophonten die aanwezig zijn in de huid van de parasiet

vrijkomen. Het is aan te raden om telkens om de 3-4 dagen te blijven behandelen tot alle klinische

symptomen volledig verdwenen zijn (Van Ramshort 1979 & Dickerson 2006). Hieronder staan enkele

van de vele mogelijke behandelingsmiddelen beschreven. Dit zijn dus lang niet alle maar wel de

meest gebruikte middelen.

Omdat bij toevoegen van zout (NaCl) in het water enkel en alleen de vrijlevende parasitaire stadia

werden gedood onderzochten Garcia et al. in 2007 het verschil in mortaliteit en het mogelijke verschil

in efficaciteit tussen perorale zouttoediening via het voeder en het toedienen van 4g/l zout in het

water. Uit het onderzoek bleek dat het peroraal geven van zout geen effect had en de mortaliteit niet

voorkwam in tegenstelling tot toevoegen van zout in het water. Uit verder onderzoek blijkt dat de

Figuur 14: Vis met I. mltifiliis infectie. Deze katvis vertoont duidelijk de pathognomonische witte stippen op de huid die gebruikt worden ter bevestigen van de diagnose (Uit: Dickerson 2006)

18

minimum concentratie van zout die moet worden toegevoegd voor een efficiënte behandeling 2,5g/l

water bedraagt (Aihua en Buchmann 2001). Deze behandeling met zout is vrij veilig en zeer goedkoop

en wordt daarom in de praktijk ook het vaakst toegepast.

Vroeger werd vaak gebruik gemaakt van malachietgroen (Van Ramshorst 1979), maar

malachietgroen is zeer toxisch en wordt daarom de dag van vandaag ten sterkste afgeraden om nog

te gebruiken bij vijver of aquariumvissen en het is zelfs verboden voor voedselproducerende vissen

(Picón-Camacho et al. 2012).

Verder kan er ook gebruik gemaakt worden van methyleenblauw 2-4mg/l. Dit is zeer veilig in het

gebruik maar het nadeel is de blauwverkleuring van het water en mogelijkse aantasting van

waterplanten (Van Ramshort 1979).

Metronidazole was zeer efficiënt voor de bestrijding van witte stip en werd vaak toegevoegd in

visvoeders, maar is nu verboden wegens de carcinogene eigenschappen voor de mens (Picón-

Camacho et al. 2012).

4.2. Ichtyobodo necator 4.2.1. Symptomen en voorkomen van Ichtyobo necator.

Ichtyobodo necator, ook wel bekend onder zijn vroeger naam Costia

necatrix, is een ééncellige parasiet die in bovenaanzicht bladvormig en op

zijaanzicht eerder boonvormig is en bekend staat voor de massale sterfte

die hij veroorzaakt zoals zijn naam necator wat latijn is voor moordenaar

al doet vermoeden (Tavolga en Nigrelli 1947, Van Duijn 1983, Tojo en

Santamarina 1998 & Urawa 2013). Hij is voorzien van meerdere flagellen

waardoor deze ééncellige zeer snel kan voortbewegen. Deze

zweepstaarten dienen naast de voortbeweging ook om zich vast te

hechten aan het huidoppervlak, de vinnen of de kieuwen van de vissen

(Van Duijn 1983 & Todal et al. 2004). De snelle voortbeweging en goede

vasthechting zijn van levensbelang voor Ichtyobodo wegens het feit dat deze parasiet al sterft binnen

1 uur na het loskomen van zijn gastheer (Van Duijn 1983). Dus de parasiet moet in staat zijn om na

vermenigvuldiging snel een andere gastheer te vinden en zich vast te hechten. De voortplanting

gebeurt door eenvoudige 2-deling waardoor een massale toename op korte tijd zal worden gezien

(Franke 1908, Tavolga en Nigrelli 1947, Van Duijn 1983 & Tojo en Santamarina 1998). Deze parasiet

is universeel voorkomend bij alle zoetwatervissen, maar er is wel een verschil in gevoeligheid zo zijn

zwaarddraagers (Xiphophorus hellerii) gevoeliger dan platy’s (Xiphophorus maculatus), welke op hun

beurt gevoeliger zijn dan guppies (Poecilia reticulata) (Tavolga en Negrelli 1947).

De symptomen zijn erosieve tot ulcerative letsels van huid (Figuur 15) en kieuwen, verslijming,

bruinverkleuring van de kieuwen, abnormale zwembewegingen en acute sterfte (Franke 1908,

Tavolga en Nigrelli 1947, Van Duijn 1983, Urawa 2013 & Klinger en Floyd 2013). Het meest typische

symptoom is verslijming of overmatige mucusproductie met een blauw tot grijsachtig beleg op de

schubben, hierdoor is Ichtyobodoinfectie in de praktijk bekend als “blue slime disease” (Klinger en

Floyd 2013)

Figuur 15: zalm met talrijke erosieve letsels van de epedermis veroorzaakt door Ichtyobodo infectie (Uit: Urawa 2013)

19

4.2.2. Diagnose van Ichtyobodo necator

Ichtyobodo kan gemakkelijk gediagnosticeerd worden door

microscopisch onderzoek van een afschraapsel. Hierbij moet

wel opgemerkt worden dat er nood is aan een microscoop met

minimaal 400x vergroting. Verder moet men het diafragma open

laten om voldoende contrast te verkrijgen (Robertson 1985). De

parasiet is zichtbaar als ronde bolletje of peer tot boonvormige

parasieten (Cfr. 4.2.) (Figuur 16).

4.2.3. Behandeling en preventie van Ichtyobodo necator

De verschillende mogelijke behandelingen van Ichtyobodo necator worden vermeld in onderstaande

tabel 1. Deze behandelingsmethode geld grotendeels ook voor Trichodinia die verder besproken

wordt (Suzuki et al. 2006, Arwu 2013 & Klinger en Floyd 2013).

Tabel 1: Mogelijke behandelingen van Ichtybodo nercator en Trichodina

Mogelijkheden P.0. Dip Korte termijn

bad

Langdurige

onderdompeling

Ichtyobodo/

Trichodina

kopersulfaat x x x Tot 2,5mg/L

afhankelijk van de

alkaliteit en niet bij een

alkaliteit <50mg/l

Ichtyobodo

Trichodina

Kalium-

permanganaat

x x 10mg/L, 30min 2mg/L Ichtyobodo

Trichodina

zout x 3%, de duur is

speciesafhankelijk

1%, 30 min tot

1 uur

0,02% tot 0,2%,

minstens 1 uur

Ichtyobodo

Trichodina

Groene thee

extract

x x 0,03%, 30 min

tot een uur of

0,3%-0,9%, 1

tot 5 min.

x Ichtyobodo

Metronidazole 40g/KG x x x Ichtybodo

Temperatuur

verhogen tot

30 à 35°C

x x x x Ichtyobodo

X= niet van toepassing voor deze stof (Naar:Suzuki et al. 2006 & Klinger en Floyd 2013)

Figuur 16: ronde en boonvormige Ichtyobodo necator onder een 400x vergroting (Uit Lechleiter 2013)

20

4.3. Trichodina 4.3.1. Symptomen en voorkomen van Trichodina.

Trichodina is een familie van ciliaten waarbinnen zeer veel

verschillende soorten voorkomen (Van Duijn 1983, Nikolić en

Simonović 1998). Ze zijn gekenmerkt door hun ronde vorm, met

aanwezigheid van een hechtschijfje met een divers aantal tanden,

hierdoor lijkt een Trichodina op een fietsbandband met middenin het

wiel met spaken (Figuur 17). De speciesindeling gebeurt op basis

van het aantal tanden (Kazubski 1982, Van Duijn 1983 & Van As en

Basson 1989). Vanuit zijaanzicht zijn de parasieten klokvormig met 1

of 2 trilhaarkransen. Ze kunnen zowel voorkomen op de huid als op

de kieuwen en voeden zich door met de hakenkrans na draaiende

bewegingen celmateriaal af te schrapen (Mukherjee en Haldar 1982, Van Duijn 1983). Dit geeft

aanleiding tot erosieve letsels die dienen als intredepoort voor bacteriën en schimmels met zweren tot

gevolg (Cfr. 1. Bacteriën en 2. Schimmels) en overmatige slijmproductie door irritatie (Hassan 1999).

Diverse vissoorten kunnen worden aangetast zoals karpers, goudvissen, zebravisjes, labyrinthvissen

en forellen (Golemansky en Grupcheva 1975, Van Duijn 1983). Trichodiniasis geeft meestal

aanleiding tot ernstige uitbraken en massale sterfte in aanwezigheid van slecht management zoals

overcrowding, stress, slechte waterkwaliteit, te wenig zuurstof en teveel nitraat in het water (Hassan

1999).

4.3.2. Diagnose van Trichodina

Voor het diagnosticeren van trichodiniasis maakt men gebruik van

microscopisch onderzoek. Eerst worden de parasieten levend bekeken op

zogenaamde natte preparaten van huid, vinnen en kieuwen. Vervolgens

laat men deze drogen aan de lucht en worden ze gekleurd door middel

van de droge zilver impregnatie techniek van Klein uit 1958 (Muckherjee

en Haldar 1982 & Gaze en Wootten 1998)(Figuur 18) of een Giemsa

kleuring (Hassan 1999). Op deze uitstrijkjes zijn dan de typische

parasieten zichtbaar. De graad van parasitaire infectie kan worden

beoordeeld op een 100x vergroting. Bij een lage infectie zijn er 1 à 2

parasieten zichtbaar, bij een milde infectie 2 à 5 en bij een zware infectie

meer dan 5. Naast deze eenvoudige microscopische evaluatie kan ook

histopathologie gebeuren van kieuwen huidstalen gefixeerd in fosfaat gebufferde formaline en

achteraf gekleurd met hematoxyline en eosine (Hibiya 1982)

4.3.3. Behandeling en preventie van Trichodina

De behandeling van Trichodina is grotendeels hetzelfde als bij Ichtyobodo (Cfr. Tabel 2)

4.4. Gyrodactylidae/ Dactylogyridae De Gyrodactilidae en Dactylogyridae behoren tot klasse van Monogenea en zijn respectievelijk

bekend onder de naam huid- en kieuwwormpjes (Van Duijn 1983). Deze wormpjes worden vaak

samen genomen als één groep maar toch zijn er enkele grote verschillen tussen beide families. De

Gyrodactilidae of huidwormpjes zijn levendbarende, bisexuele wormpjes die zich voortplanten door

parthenogenesis en komen voornamelijk voor op de huid en occasioneel eens op de kieuwen (Van

Duijn 1983, Šimková et al. 2004 & Tu et al. 2015). In tegenstelling tot de Dactylogyridae of

kieuwwormpjes welke eierleggende, bisexuele primaire kieuwparasieten zijn die af en toe eens op de

Figuur 17: Trichodinia, duidelijke ronde vorm, hechtschijfje en tandenrij (Uit : Nikolic en Simonovic 1998)

Figuur 18: Giemsa kleuring van een huiduitstrijkje met een zware infectie (meer dan 5 Trichodinia) op een 100x vergroting. (Uit: Hassan 1999)

21

huid voorkomen. Deze parasieten beschadigen de huid met hun

vasthechtingsorganen waardoor intredepoorten ontstaan voor secundaire

bacteriële of fungale infecties (Tu et al. 2015). Ook stellen ze net zoals de

Argulidae enzymen vrij die aanleiding geven tot het ontstaan van huidzweren.

Door deze huidletsels zal de osmotische wisselwerking tussen vis en omgeving

verstoord worden met sterfte tot gevolg (Tu et al 2015). Andere symptomen die

vaak gezien worden zijn zwemmen aan het oppervlak van het water,

schuurgedrag en overmatige mucussecretie. De infectiegraad met kieuw en

huidwormpjes is significant hoger in omstandigheden van stress, overpopulatie

en slechte waterkwaliteit (Siddall et al. 1997). Deze Monogenea kunnen zeer

veel diverse soorten vissen parasiteren namelijk vijvervissen zoals karpers en goudvissen (Carassius

auratus) maar ook meer tropische vissen zoals black molly’s (Poecilia sphenops), guppies (Poecilia

reticulata) en platy’s (Xiphophorus maculatus) (Jeong-Ho et al. 2002).

4.4.1. Diagnose van Gyrodactilidae en Dactylogyridae

De diagnose gebeurt in praktijk omstandigheden op basis van directe microscopie van afschraapsels

van de huid of de kieuwen, hierbij ziet men dan een parasiet gelijkend op figuur 19. In labo’s wordt

dan meestal een verdere identificatie uitgevoerd op basis van morfologie met bijvoorbeeld

fluorescentiemicrscopie of op basis van DNA analyse met PCR na isolatie van de parasiet (Vasquez

et al. 2011).

4.4.2. Behandeling en preventie van Dactylogyridae en Gyrodactylae

Vroeger werd vaak behandeld met eenvoudige chemicaliën zoals malachiet groen en formaline. Maar

deze middelen zijn nu in Europa niet meer toegelaten wegens de hoge graad van toxiciteit, die

mogelijks aanleiding geeft tot sterfte van de behandelde vis. Daarom gebruikt men de dag een

combinatie tussen niet toxische oudere middelen zoals zout en de nieuwere antihelmintica

(Santamarina et al.1991).

Zout is een zeer goedkoop en oud therapeuticum voor de behandeling van parasitaire infecties bij

zoetwatervissen. Uit onderzoek bij guppies blijkt dat zout ook efficiënt is voor de behandeling van

infecties met Dactylogyrus en Gyrodactylus. De concentratie die het best gebruikt wordt is afhankelijk

van de verschillende species (Schelkle et al. 2011). Men kan wel behandelen met chemicaliën maar

de voorkeur moet uitgaan naar preventie van de infectie. Er zou enige bescherming opgewekt kunnen

worden met vaccinatie met homogenaten van gecollecteerde wormen, maar er is nog geen

commercieel vaccin beschikbaar (Woo 2006).

Figuur 19: micrscopisch natief preparaat van een Gyrodactylidae (uit: Methsälithius 2016)

22

Tabel 2: Behandeling van Gyrodactilidae en Dactylogiridae

Actieve stof concentratie efficaciteit tijdsduur

closantel 0,125 mg/L 99,6% x

praziquantel 10mg/L 97,7% 3 uur

fenolderivaten 0,025mg/L 90,8 x

bithionol 4mg/L of 20 mg/l* 98,6%, 100%* x

trichlorfon 200mg/L 97,7% 30 min

EC50(mg/L) LC50 (mg/L) x

sanguinarine 0,37 121,70 x

cryptopine 3,31 16,12 x

allocryptopine 4,64 15,88 x

proptine 8,13 21,69 x

6-methoxyl-

dihydro-

chelerythrine

3,63 10,91

x is niet weergegeven in de artiekels, EC50 is de dosis waarmee 50% van de parasieten worden afgedood en de LC50 is de concentratie waarbij 50% vzn de vissen sterft (Naar : Santamarina et al. 1991 & Wang et al. 2010).

4.5. Argulidae: karper- en visluizen De familie Argulidae behoren tot de klasse van de Crustacea of

kreeftachtige en hebben dus zoals hun naam verkeerdelijk doet

vermoeden niets te maken met luizen die behoren tot de Insecta.

Deze parasieten bevatten 8 poten waarmee ze zich al zwemmend

voorbewegen, verder zijn ze schijfvormig en ook voorzien van een

platte visachtige staart die helpt bij de stuurfunctie. In het kopgedeelte bevinden zich 2 facetogen met

er tussen de proboscis dit is een holle stekel die onder een schub in

de vishuid wordt gestoken. Deze stekel dient voor de afscheiding van

gif als de opname van voedsel. Onder de facetogen bevinden zich 2

zuignappen voor de vasthechting aan de vis (Van Duijn 1983, Wafer

et al. 2015). De visluizen parasieteren talrijke diverse vissoorten,

zowel vijvervissen als karpers (Cyprinus carpio) en goudvissen (Carassius auratus auratus) maar ook

tropische cichliden, kempvissen (Betta splendens), killivisjes, enz. (Van Duijn 1983, Öztürk 2010). De

parasiet wordt niet enkel gevonden op de huid maar ook op de vinnen, de kieuwen en in de mondholte

van diverse vissoorten (Öztürk en Altunel 2006)

Deze parasieten veroorzaken kleine lokale huidlaesies die kunnen fungeren als intredepoort voor

secundaire bacteriële of fungale infecties met vorming van vele ulceraties en in de meeste gevallen

sterfte (Gresty 1993 & Wafer et al. 2015). Verder vertonen de besmette vissen eventueel bloedingen,

anemie, toegenomen mucus productie, lethargie, schuurgedrag, slechte groei en een slechte

algemene lichaamsconditie (Noaman et al. 2010 & Steckler et al. 2012). Deze symptomen kunnen

aanwezig zijn maar een besmette vis kan ook symptoomloos zijn (Wafer et al. 2015).

Figuur 20: Sterk geïnfecteerde koi met macroscopisch zichtbare Argulidae (de licht bruine vlekjes op de foto)(naar: Steckler en Yanong 2012)

23

4.5.1. Diagnose van Argulidae.

De volwassen stadia van de diverse Argulus-soorten zijn met het

blote oog zichtbaar op de gastheer of vrijzwemmend in het water

(Figuur 20) (Noaman et al. 2010 & Wafer et al. 2015). De kleinere

stadia kunnen microscopisch worden waargenomen op natieve

preparaten van aangetaste weefsels (Figuur 21). De Argulidae

hebben algemeen allemaal ongeveer hetzelfde uitzicht zoals

beschreven in 4.5., maar er is verdere differentiatie tussen de meer

dan 100 species mogelijk op basis van morfologische vershillen

(Wafer et al. 2015).

4.5.2. Behandeling en preventie van Argulidae-infecties.

Indien er een infectie met Argulidae wordt vastgesteld is het aan te raden om zo snel mogelijk te

behandelen wegens de slechte prognose bij het optreden van klinische symptomen. De beste

behandelingsmethode is het gebruik van organofosfaten in het water 2 tot 4 maal met een week

interval. De organofosfaten zorgen voor het afdoden van de larvaire en juveniele stadia (Noaman et

al. 2010, Steckler en Yanong 2012 & Wafer et al. 2015). Verder kan ook gebruik gemaakt worden van

Diflubenzuron (0,13mg/L). Diflubenzuron is eigenlijk een pesticide dat interfereert met de chitine

synthese en zo zal zorgen voor problemen met de vervelling en sterfte van de parasieten. Maar

diflubenzuron is ecotoxisch en het gebruik ervan wordt de laatste tijd sterk afgeraden (Wafer et al.

2015).

Naast deze 2 veelvuldig gebruikte therapiën kunnen ook zout of kaliumpermanganaat aan het water

worden toegevoegd (Stecker en Yanong 2012). Bovenstaande behandelingen kunnen gebruikt

worden bij vissen die niet door de mens worden geconsumeerd. Voor consumptievissen mag enkel

het niet optimale kaliumpermanganaat en zout worden gebruikt (Noaman et al. 2010 & Stecker en

Yanong 2012).

Naast medicamenteuze behandeling is het ook zeer effectief om de volwassen parasieten die

macroscopisch zichtbaar zijn, van de vis te verwijderen (Wafer et al. 2015). Naast curatief te

behandelen kan men ook preventief optreden door nieuw aangekochte vissen in quarantaine te

plaatsen en deze vissen te screenen op parasitaire infecties en gedurende een maand observeren of

deze al dan niet klinische symptomen ontwikkelen (Steckler en Yanong 2012).

Besluit De oorzaak van zweren bij vissen is multifactorieel waarbij zowel bacteriële, parasiatire, mycotische

als virale infecties een rol spelen. Echter zijn deze infectieuze agentia vaak niet het primair probleem

maar is er onderliggend een verhoogde stress en suboptimale waterkwaliteit. De meeste zweren

ontwikkelen zich door het ontstaan van parasitaire infecties ten gevolge van overbezetting en/of

slechte waterkwaliteit zoals teveel nitriet of te weinig zuurstof. Deze parasitaire infecties kunnen de

huid direct beschadigen. Eveneens is er een indirecte beschadiging door het schuren ten gevolge van

jeuk. Deze beschadiging van de huid vormt een intredepoort voor secundaire bacteriële, virale of

mycotische infecties. Een inadequaat management kan eveneens chronische stress bij de vissen

veroorzaken waardoor deze gevoeliger worden voor infecties.

Voor het diagnosticeren van de oorzakelijke kiem maakt men standaard gebruik van een afkrabsel

van de huid en de kieuwen ter hoogte van de rand van het letsel. Dit controleert men als een natief

preparaat of na kleuring op aanwezigheid van parasieten waarvan de belangrijkste Trichodina,

Gyrodactilidae, Dactylogyridae, Ichtyobodo necator en Ichthyophthirius multifiliis of hyfen van

Figuur 21: microscopisch preparaat van een Arguluslarve (Uit Steckler en Yanong 2012)

24

schimmels waarvan voornamelijk Aphanomyces invidans belangrijk is als oorzaak van zweren. Verder

neemt men swabs van de rand van de ulceraties voor bacteriële cultuur. Wel kent men hier het

probleem van overgroei van secundaire bacteriën waardoor er soms gebruik moet gemaakt worden

van speciale. Naast bacteriële cultuur kan er ook gebruik gemaakt worden van PCR, deze techniek is

voornamelijk belangrijk voor het diagnosticeren van infecties met Mycobactriaceae. Eveneens is deze

techniek van belang voor een snelle diagnose van koi herpes virus.

De behandeling van zweren is sterk verschillend en afhankelijk van de oorzaak, waardoor het

belangrijk is om een juiste diagnose te stellen om de verliezen te beperken. Bij bacteriële infecties

maakt men voornamelijk gebruik van antibiotica via het voeder of injecties van aangetaste dieren.

Voor de mycotische infecties bestaat geen goede behandeling eventueel kan men proberen om de

immuniteit te optimaliseren. Voor koi herpes virus bestaan er geen antivirale middelen, het enigste wat

men kan proberen is de vissen uit het aquarium of vijver verwijderen en hopen op de snelle afdoding

van virus door antivirale bacteriën. Parasitaire infecties worden behandeld met diverse antiparasitaire

middelen. Tegelijkertijd moet bij het behandelen van het oorzakelijk agens ook steeds de stress

worden beperkt en de waterkwaliteit geoptimaliseerd.

In plaats van curatief te behandelen is het beter om preventieve maatregelen te nemen tegen de

oorzaken van ulceraties om grote verliezen te vermijden. Dit kan door gebruik te maken van een

quarantaine periode bij aankoop van nieuwe vissen, vaccinatie voor Koi Herpes virus, IgY bevattend

eierdooierpoeder voor A. salmonicida, optimalisatie van de waterkwaliteit en reductie van stress.

Literatuurlijst Abolghait S.K., Akeda Y., Kodama T., Cantarelli V.V., Iida T., Honda T. (2010). Aeromonas

hydrophila PepO outer membrane endopeptidase activates human big endothelin-3 in vitro and induces skin ulcer in goldfish (Carassius auratus). Veterinary Microbiology 145, 113-121.

Adkison M.A., Gilad O., Hedrick R.P. (2005). An enzyme linked immunosorbent assay (ELISA) for detection of antibodies to the koi herpesvirus (KHV) in the serum of koi Cyprinus carpio. Fish Pathology 40, 53–62.

Aihua L., Buchmann K. (2001). Temperature and salinitydependent development of a Nordic strain of Ichthyophthirius multifiliis from rainbow trout. Journal of Applied Ichthyology 17, 173–276.

Austin B., Austin D.A., (1987). Bacterial Fish Pathogens. Ellis Horwood, West Sussex, England, p. 225-247.

Austin B., Orozowa P. (2014). The aquaculture industry. Internetreferentie: http://www.microbiologysociety.org/all-microsite-sections/microbiology-today/index.cfm/article/7A993C5D-AE1E-4428-B8F391A1E9DBEFED/external/1 (geconsulteerd op 20/04/16).

Bergmann S.M., Kempter J., Sadowski J., Fichtner D. (2006). First detection, confirmation and isolation of koi herpesvirus (KHV) in cultured common carp (Cyprinus carpio L.) in Poland. Bulletin- European Association of Fish Pathologists Journal 26, 97−104.

Bergmann S.M., Sadowski J., Kieˇ lpi´nski M., Bartlomiejczyk M., Riebe R., Kempter J. (2010). Susceptibility of koi × crucian carp and koi × goldfish hybrids to koi herpesvirus (KHV) and the development of KHV disease (KHVD). Journal of Fish Diseases 33, 267−272.

Blazer V.S. , Vogelbein W.K. , Densmore C.L. , May E.B. , Lilley J.H. , Zwerner D.E. (1999). Aphanomyces as a Cause of Ulcerative Skin Lesions of Menhaden from Chesapeake Bay Tributaries. Journal of Aquatic Animal Health 11, 340-349.

Bondad-Reantaso M.G. (2004). Trans-boundary aquatic animal diseases: Focus on Koi herpes virus (KHV). Aquatic Animal Health 9(Ref.2), 24-28.

Bowser P.R., Babish J.G. (1991). Clinical pharmacology and efficacy of fluoroquinolones in fish. Ann Rev Fish Dis 1, 63-66.

Colorni A., Avtalion R., Knibb W., Berger E.,Colorni B., Timan B. (1998). Histopathology of sea bass ž / Dicentrarchus labrax experimentally infected with Mycobacterium marinum and treated with streptomycin and garlic ž / Allium satiÕum extract. Aquaculture 160, 1-7.

http://www.microbiologysociety.org/all-microsite-sections/microbiology-today/index.cfm/article/7A993C5D-AE1E-4428-B8F391A1E9DBEFED/external/1

http://www.microbiologysociety.org/all-microsite-sections/microbiology-today/index.cfm/article/7A993C5D-AE1E-4428-B8F391A1E9DBEFED/external/1

25

Coyne R.S., Hannick L., Shanmugam D., Hostetler J.B., et al. (2011). Comparative genomics of the pathogenic ciliate Ichthyophthirius multifiliis, its free-living relatives and a host species provide insights into adoption of a parasitic lifestyle and prospects for disease control. Genome Biology 12, 1-26.

Cho M., Won K., Kim J., Jee B., Park M., Hong S. (2014). Detection of koi herpesvirus (KHV) in healthy cyprinid seed stock. Diseases of Aquatic Organisms 112, 29-36.

Declercq A., Boyen F., Van den Broeck W., Bossier P., Karsi A., Haesebrouck F., Decostere A. (2013). Antimicrobial susceptibility pattern of Flavobacterium columnare isolates collected worldwide from 17 fish species. Journal of Fish Diseases 36, 45-55.

Decostere A.M., Haesebrouck F., Devriese L.A. (1998). Characterization of four Flavobacterium columnare (Flexibacter columnaris) strains isolated from tropical fish. Veterinary Microbiology 62(Ref.1), 35-45.

Dickerson, H.W. (2006). Fish diseases and disorders vol.1: protozoan and metazoan disorders. 2nd ed. CAB International, Cambridge. p 116–153.

Dishon A., Perelberg A., Bishara-Shieban J., Ilouze M.,Davidovich M., Werker S. & Kotler M. (2005). Detection of carp interstitial nephritis and gill necrosis virus in fish droppings. Applied and Environmental Microbiology 71, 7285–7291.

Dong H.T., Senapin S., LaFrentz B., Rodkhum C. (2015). Virulence assay of rhizoid and non-rhizoid morphotypes of Flavobacterium columnare in red tilapia, Oreochromis sp., fry. Journal of fish diseases (in druk)

Eissa A.E., Zaki M.M., Aziz A.A. (2010). Flavobacterium columnare/Myxobolus tilapiae Concurrent Infection in the Earthen Pond Reared Nile Tilapia (Oreochromis niloticus) during the Early Summer. Interdisciplinary Bio Central 2(Ref.5), 1-10.

Elliot G.D., Shotts E.B., (1980). Aetiology of an ulcerative disease in goldfish Carassius auratus (L.): microbiological examination of diseased fish from seven locations. Journal of Fish Diseases 3, 133-143. Bron: Fish Diseases: Diagnosis and Treatment, second edition (2010).

El-Matbouli M., Soliman H. (2011). Transmission of cyprinid herpesvirus from goldfish to naïve common carp by cohabitation. Research in Veterinary Science 90, 536-539.

Franke J. (1908). Radical prevention of Costia nicatrix in salmonoid fry. Voordracht: Fourth International Fishery Congress, Washington, 22 tot 26 september 1908.

Gan H., He H., Sato A., Hatta H., Nakao M., Somamoto T. (2015). Ulcer disease prophylaxis in koi carp by bath immersion with chicken egg yolk containing anti-Aeromonas salmonicida IgY. Research in Veterinary Science 99,82-86.

Garcia L.O., Alexssandro G.B., Carlos E. C., Baldisserotto B., Neto J.R. (2007). Salt in the Food and Water as a Supportive Therapy for Ichthyophthirius multifiliis Infestation on Silver Catfish, Rhamdia quelen, Fingerlings. Journal of the World Aquaculture Society 38(Ref.1), 1-11.

Gauthier D.T., Rhodes M.W., Vogelbein W.K., Kator H., Ottinger C.A. (2003). Experimental mycobacteriosis in striped bass Morone saxatilis. Diseases of aquatic organisms 54, 105-117.

Gaze W.H., Wootten R. (1998). Ectoparasitic species of the genus Trichodina(Ciliophora:Peritrichida) parasitising British freshwater fish. Folia Parasitologica 45, 177-190.

Gleeson D.J. (1999). Experimental Infection of Striped Marshfrog Tadpoles (Limnodynastes peronii) by Ichthyophthirius multifiliis. The Journal of Parasitology 85, 568-570.

Glogowski M. (2009). Aeromonas salmonicida. Internetreferentie: https://microbewiki.kenyon.edu/index.php/Aeromonas_salmonicida (geconsulteerd op 19/08/15)

Golemansky, V., Grupcheva G. (1975). Recherches sur les parasites unicellulaires des poissons herbivores annuels en Bulgarie. Acta zoologica 2, 3-14. Bron: Tisicia (1998) 31, 59-61.

Goodwin A.E.,Merry G.E., (2009). Are All Koi Ulcer Cases Associated with Infection by Atypical Aeromonas salmonicida? Polymerase Chain Reaction Assays of Koi Carp Skin Swabs Submitted by Hobbyists. Journal of Aquatic animal Health 21, 98-103.

Gray W.L., Mullis L., LaPatra S.E., Groff J.M., Goodwin A. (2002). Detection of koi herpesvirus DNA in tissues of infected fish. Journal of Fish Diseases 25, 171– 178.

Gresty K.A., Boxshall G.A., Nagasawa K. (1993). The fine structure and function of the cephalic appendagesofthe branchiuran parasite, Argulus foliaceus. Philosophical Transactions of the Royal Society B: Biological Sciences 339, 119-135.

https://microbewiki.kenyon.edu/index.php/Aeromonas_salmonicida

26

Griffin B.R. (1992). A simple procedure for identification of Cytophaga columnaris. Journal of Aquatic Animal Health 4, 63-66. Bron: Journal of clinical Microbiology (1997) 35, 322-324.

Gudmundsdottir B.K., Björnsd0tter B. (2007). Vaccination against atypical furunculosis and winter ulcer disease of fish. Vaccine 25, 5512-5523.

Hartman K.H., Yanong R.P., Pouder D.B., Petty B.D., Francis-Floyd R., Riggs A.C., (2004). Koi Herpes Virus (KHV) Disease. Fact sheet VM-149, Extension service, Institute of Food and Agricultural Sciences, University of Florid.

Hassan M.A. (1999). Trichodiniasis in Farmed Freshwater Tilapia in Eastern Saudi Arabia. Journal of Marine Science 10, 157-168.

Hatai K., Hoshiai G.(1992). Mass mortality in cultured cocho salmon (Oncorhynchus kisutch) due to Saprolegnia parasitica coker. Journal of Widlife diseases 28, 532-536.

Hatai K., Nakamura K, Rha S.A., Yuasa K., Wada S. (1994). Aphanomyces Infection in Dwarf Gourami (Colisa lalia). Fish Pathology 29, 95-99.

Hawke J.P., Grooters A.M., Camus A.C. (2003). Ulcerative Mycosis Caused by Aphanomyces invadans in Channel Catfish, Black Bullhead, and Bluegill from Southeastern Louisiana. Journal of Aquatic Animal Health 15, 120-127.

Hazen T.C., Fliermans C.B., Hirsch R.P., Esch G.W. (1978). Prevalence and distribution of Aeromonas hydrophila in the United States. Applied and Enviromental Microbiology 36, 731-738.

Hedrick R.P., Gilad O., Yun S., Spangenberg J.V., Marty G.D., Nordhausen R.W., Kebus M.J., Bercovier H., Eldar A. (2000). A herpesvirus associated with mass mortality of juvenile and adult koi, a strain of common carp. Journal of aquatic Animal Health 12, 44-57.

Herwig R.P., Gray J.P., Weston DP (1997) Antibacterial resistant bacteriain surficial sediments near salmon net-cage farms in Puget Sound, Washington. Aquaculture 149, 263–283.

Hibiya T. (1982). An Atlas of Fish Histology. Kodansha Ltd., Tokyo, p1-5.

Hossain M. (2008). Isolation of pathogenic bacteria from the skin ulcerous symptomatic gourami (Colisa lalia) through 16S rDNA analysis. University Journal of Zoology, Rajshahi University 27, 21-24.

Hunt C.J.G. (2006). Ulcerative Skin Disease in a Group of Koi Carp (Cyprinus carpio). Veterinary Clinics of North America: Exotic Animal Practice 9, 723-728. Bron: Bacterial and Parasitic Diseases (2009) 12, 609-638.

Jeong-Ho K., Craig J.H., Seong-Joon J., Gang-Joon H. (2002) Parasitic infections in live freshwater tropical fishes imported to Korea. Diseases of aquatic organisms 52, 169-173.

Kane A.S. (2005). Descriptive Guide to Observing Fish Lesions. Aquatic Biology Center, University of Maryland.

Kazubski S.L. (1982). Morphological variability of Trichodina reticulata Hirschmann et Partsch, (Ciliata, Peritrichida), a parasite of Carassius carassius from small pond in Kortowo (Olsztyn). Acta Protozoologica 21, 1-6.

Kingombe C.I.B., D’Aoust J., Huys G., Hofmann L., Rao M.,Kwan J. (2010). Multiplex PCR Method for Detection of Three Aeromonas Enterotoxin Genes. Applied and environmental microbiology 76(Ref.2), 425-433. Bron: Journal of Food Science and Technology (2014) 51,401-407.

Kiryu Y., Blazer V.S., Vogelbein W.K., Kator H. Shields J.D. (2005). Factors influencing the sporulation and cyst formation of Aphanomyces invadans, etiological agent of ulcerative mycosis in Atlantic menhaden, Brevoortia tyrannus. Mycologia 97, 569-575.

Klinger R., Floyd R.F. (2013). Introduction to Freshwater Fish Parasites. Institute of Food and Agricultural Sciences (IFAS) University of Florida, Florida, Fla, USA, p1-12.

Knibb W., Colorni A., Ankaoua M., Lindell D., Diamant A., Gordin H. (1993). Detection and identification of a pathogenic marine mycobacterium from the European seabass Dicentrarchus labrax using polymerase chain reaction and direct sequencing of 16S rRNA sequences. Molecular Marine Biology and Biotechnology 2, 225–232. Bron: Aquaculture (2005) 246, 37-61.

Lechleiter S. (2013). Problemfall Costia. Internetreferentie: http://fishcare.de/news/latest-news/problemfall-costia.html (Geconsulteerd: 10/09/15)

Le Deuff R.M., Way K., Ecclestone L., Dixon P.F., Betts A.M., Stone D.M., Gilad O.,Hedrick R.P. (2001). Development and Comparison of techniques for the diagnosis of Koi Herpes Virus (KHV). Abstract of 10th International Conference of the European Association of Fish Pathologists. p. 257.

https://www.google.be/url?sa=t&rct=j&q=&esrc=s&source=web&cd=1&cad=rja&uact=8&ved=0ahUKEwiekOH85r3LAhXGORoKHXyKDWsQFgggMAA&url=http%3A%2F%2Fwww.vetexotic.theclinics.com%2F&usg=AFQjCNFRxsLrGbVYHk165wYKslIiLOBH-A&bvm=bv.116636494,d.d24

http://fishcare.de/news/latest-news/problemfall-costia.html

http://fishcare.de/news/latest-news/problemfall-costia.html

27

Lee C., Cho J.C., Lee S.H., Lee D.G., Kim S.J. (2002). Distribution of Aeromonas spp. as identified by 16SrDNA restriction fragment length polymorphism analysis in a trout farm. Journal of Applied Microbiology 93, 976–985.

Lewbart G.A. (2001). Bacteria and Ornamental Fish. Seminars in Avian and Exotic Pet Medicine, 10(Ref.1), 48-56.

Lilley J.H., Hart D., Panyawachira V., Cerenius L.L. (2003). Molecular characterization of the fish-pathogenic fungus Aphanomyces invadans. Journal of Fish Diaseases 26, 263-275.

Ling K.H.. (1992). The status of freshwater ornamental fish health in Singapore. Symposium on tropical fish health management in aquaculture 48, 48-52. Bron: Aquaculture (1997) 158, 1-10.

Maceda-Veiga A., Salvadó H., Vinyoles D., De Sostoa A. (2009). Outbrakes of Ichthyopthirius multifiliis in Redtail Barbs Barbus haasi in a Mediterranean stream during drought. Journal of Aquatic Animal Health 21, 189-194.

Mainous M.E., Smith S.A. (2005). Efficacy of common disinfectants against Mycobacterium marinum. Journal of Aquatic Animal Health 17, 284–288.

Matsui K., Honjo M., Kohmatsu Y., Uchii K. ,Yonekura R., Kawabata Z. (2008). Detection and significance of koi herpesvirus (KHV) in freshwater environments. Freshwater Biology 53, 1262-1272.

Matthews R.A. (2005). Ichthyophthirius multifiliis Fouquet and ichthyophthiriosis in freshwater teleosts. Advances in Parasitology 59, 159–241. Bron: Fish Diseases: Diagnosis and Treatment (2010 p1-536.

McDermott C., Palmeiro B. (2013). Selected Emerging Infectious Diseases of Ornamental Fish. Veterinary Clinics: Exotic Animal Practice 16, 261-281.

Metsähallitus P.O. (2016). Salmon Parasite-Gyrodactylus salaries .Internetreferentie: http://www.nationalparks.fi/salmonparasite (Geconsulteerd: 12/3/16)

Miles D. (2001). Studies on Host Responses to Aphanomyces invadans. Thesis submitted for the degree of Doctor of Philosophy, Stirling p1-243.

Miyata M., Inglis V., Aoki T. (1996). Rapid identification of Aeromonas salmonicida subspecies salmonicida by the polymerase chain reaction. Aquaculture 141, 13-24.

Monaghan S.J., Thompson K.D., Adams A., Kempter J., Bergmann S.M. (2015). Examination of the early infection stages of koi herpesvirus (KHV) in experimentally infected carp, Cyprinus carpio L. using in situ hybridization. Journal of Fish Diseases 38, 477-489.

Mougin B., Tian R.B.D., Drancourt M. (2015). Tropical Plant Extracts Modulating the Growth of Mycobacterium ulcerans. Plos One 10(Ref.4): e0124626. doi:10.1371/journal.pone.0124626

Mukherjee M., Haldar D.P. (1982). Observations on the Urceolariid Ciliates of the Genera Trichodina and Tripartiella in Freshwater Teleosts. Arch. Protistenk. 126, 419-426.

Nigrelli, R. F., Vogel H. (1963). Spontaneous tuberculosis in fishes and in other cold-blooded vertebrates with special reference to Mycobacterium fortuitum Cruz from fish and human lesions. Zoologica 48, 131–144. Bron: Fish Diseases: Diagnosis and Treatment (2010) p1-563.

Nigrelli R.F., Pokorny K.S., Ruggieri G.D. (1976). Notes on Ichthyophthirius multifiliis, a Ciliate Parasitic on Fresh-Water Fishes, with Some Remarks on Possible Physiological Races and Species. Transactions of the American Microscopical Society 95, 607-613.

Nikolic V.P., Simonovic P.D. (1998). Seasonal dynamics of carp infestation by Trichodina nobilis Chen. 1963 (Peritrichida, Ciliata) in two fish-ponds in Banat. Tiscia 31, 59-61.

Noaman V.,Chelongar Y., Shahmoradi A.H. (2010). The First Record of Argulus foliacesus (Crustacea: Branchiura) Infestation on Lionhead Goldfish (Carassius auratus) in Iran. Iranian Journal of Parasitology 5(ref2), 71-76.

Noe J.G., Dickerson H.W. (1995). Sustained growth of Ichthyophthirius multifiliis at low temperature in the laboratory. Journal of Parasitology 81, 1022–1024.

Noga E.J. (1996). Fish disease: diagnosis and treatment 1st Edition. Mosby year book, St.

Louis, p1-367.

Noga E.J., Udomkusonsri P. (2002). Fluorescein: A Rapid, Sensitive, Nonlethal Method for Detecting Skin Ulceration in Fish. Veterinary Pathology 39, 726-731.

Noga E.J. (2010). Fish diseases: Diagnosis and Treatment 2nd

Edition. Wiley-Blackwell, Oxford, p1-536.

Notomi T., Okayama H., Masubuchi H., Yonekawa T., Watanabe K.A., Hase T. (2000). Loop-mediated isothermal amplification of DNA. Nucleic Acids Research 28(Ref.12), 63.

http://www.nationalparks.fi/salmonparasite

28

Novotny L., Dvorska L., Lorencova A., Beran V., Pavlik L. (2004). Fish: a potential source of bacterial pathogens for human beings. A review. Veterinarni medicina 49(Ref.9), 343-358.

Öztürk M.O., Altunel F.N. (2006). A study of the metazoan parasite fauna of Cyprinus carpio L. linked to seasonal changes and host ages in Lake Manyas, Turkey. Bull. Eur. Ass. Fish Pathol. 26, 252-259. Bron: Scientific Research and Essays 5,3756-3759.

Özturk M.O. (2010). An investigation on Argulus foliaceus infection of rudd, Scardinius erythrophthalmus in Lake Manyas, Turkey. Scientific Research and essays (2010) 5, 3756-3759.

Pacha R.E., Ordal E.J. (1967). Histopathology of experimental columnaris disease in young salmon. Journal of comparative pathology 77, 419-423.

Palumbo S.A., Morgan D.R., Buchanan R.L. (1985). Influence of Temperature, NaCI, and pH on the Growth of Aeromonas Hydrophila. Journal of Food Science 50, 1417-1421.

Pasnik D.J., Smith S.A. (2005). Immunogenic and protective effects of a DNA vaccine for Mycobacterium marinum in fish. Veterinary Immunology and Immunopathology 103, 195–206.

Passantino A., Macrı` D. , Coluccio P., Foti F. ,Marino F. (2008). Importation of mycobacteriosis with ornamental fish: Medico-legal implications. Travel Medicine and Infectious Disease 6, 240-244.

Picón-Camacho, Marcos-Lopez M., Bron J.E.,Shinn A.P. (2012). An assessment of the use of drug and non-drug interventions in the treatment of Ichthyophthirius multifiliis Fouquet, 1876, a protozoan parasite of freshwater fish. Parasitology 139, 149-190.

Perelberg A., Ilouze M., Kotler M., Steinitz M. (2008). Antibody response and resistance of Cyprinus carpio immunized with cyprinid herpes virus 3 (CyHV-3). Vaccine 26, 3750-3756.

Pikarsky E., Ronen A., Abramowitz J., Levavi-Sivan B., Hutoran M., Shapira Y., Steinitz M., Perelberg A., Soffer D., Kotler M. (2004). Pathogenesis of acute viral disease induced in fish by carp interstitial nephritis and gill necrosis virus. Journal of Virology 78, 9544–9551.

Pokorova D., Vesely T., Piackova V. , Reschova S., Hulova J. (2005). Current knowledge on koi herpesvirus (KHV): a review. Veterinary Medicine 50(Ref.4), 139-147.

Pourhamad F., Nemati M., Richards R.H. (2014). Comparison of three methods for detection of Mycobacterium marinum in goldfish (Carassius auratus). Aquaculture 422-423, 42-46.

Pungkachonboon T., Shariff M., Tajima K., Lawhavinit, O. (1992). Isolation and characterization of Mycobacterium spp. from Siamese fighting fish Betta splendens Regan. Proceeding of the First Symposium on Diseases in Asian Aquaculture, Asian Fisheries Society, Manila, Philippines. Bron: Fish Veterinary Journal (2000) 5, 6-21.

Puttinaowarat S., Thompson K.D., Adams A. (2000). Mycobacteriosis: detection and identification of aquatic Mycobacteriumspecies. Fish Veterinary Journal 5, 6-21.

Reddy T.K.,. Prasad T.N.V.K.V, Reddy S.J. (2014). Studies on combined effect of Aeromonas hydrophila and cadmium on lipid peroxidation and antioxidant status in selected tissues of Indian freshwater major carp, Catla catla: role of silver nanoparticles. IOSR Journal of Pharmacy 4(Ref.10), 1-7.

Roberts H.E., Palmeiro B., Weber E.S. (2009). Bacterial and Parasitic Diseases of Pet Fish. Veterinary clincs exotic Animal Practice 12, 609-638.

Robertson D.A. (1985). A Review of Ichthyobodo Necator (Henneguy, 1883) an Important and Damaging Fish Parasite. Recent advances inaquaculture 1, 1–30.

Ronen A., Perelberg A., Abramowitz J., Hutoran M., Tinman S., Bejerano I., Steinitz M. & Kotler M. (2003). Efficient vaccine against the virus causing a lethal disease in cultured Cyprinus carpio. Vaccine 21, 4677–4684.

Santamarina M.T., Tojo J., Ubeira F.M., Quinteiro P., Sanmartin M.L. (1991). Anthelmintic treatment against Gyrodactylus sp. infecting rainbow trout Oncorhynchus mykiss. Diseaseas of aquatic organisms 10, 39-43.

Saavedra M., J.Guedes-Novais S., Alves A., Rema P., Tacão M., Correia A. Martínez-Murcia A. (2004). Resistance to β-lactam antibiotics in Aeromonas hydrophila isolated from rainbow trout (Oncorhynchus mykiss). International Microbiology 7, 207-211.

Schelkle B., Doetjes R., Cable J. (2011). The salt myth revealed: Treatment of gyrodactylid infections on ornamental guppies, Poecilia reticulate. Aquaculture 311, 74-79.

Shimizu T., Yoshida N., Kasai H., Yoshimizu M. (2006). Survival of Koi Herpes Virus (KHV) in Enviromental Water. Fish Pathology 41, 153-157.

Shoemaker C.A., Klesius P.H., Drennan J.D., Evans J.J. (2011). Efficacy of a modified live Flavobacterium columnare vaccine in fish. Fish & Shellfish Immunology 30, 304–308.

29

Siddall R., Koskivara M., Valtonen E.T. (1997). Dactylogyrus (Monogenea) infections on the gills of roach(Rutilus rutilus L.) experimentally exposed to pulp and paper mill effluent. Parasitology 114(Ref.5) 439-446.

Šimková A., Morand S., Jobet E., Gelnar M., Verneau O. (2004). Molecular Phylogeny of Congeneric Monogenean Parasites (Dactylogyrus): A Case of Intrahost Speciation. Evolution 58(Ref.5), 1001-1018.

Steckler N., Yanong R.P.E. (2012). Argulus (Fish Louse) Infections in Fish. The Institute of Food and Agricultural Sciences extension.

Suzuki J. (1935). On the reproduction of Ichthyophthirius multifiliis Fouquet in relation to water temperature. Bulletin of the Japanese Society of Scientific Fisheries 3, 265-272. Bron: Transactions of the American Microscopical Society (1976) 95, 607-613.

Suzuki K., Misaka N., Sakai D.K. (2006). Efficacy of green tea extract on removal of the ectoparasitic flagellate Ichthyobodo necator from chum salmon, Oncorhynchus keta, and masu salmon, O. masou. Aquaculture 259, 17-27.

Tavolga W.N., Nigrelli R.F. (1947). Studies on Costia necatrix (Henneguy). Transactions of the American microscopial society 66(Ref.4), 366-378.

Tiffney W.N. (1939). The host range of Saprolegnia parasitica. Mycologia 31, 310-321.

Todal J.A., Karlsbakk E., Isaksen T.E., Plarre H., et al. (2004). Ichthyobodo necator (Kinetoplastida)—a complex of sibling species. Diseases of Aquatic Organisms 58, 9-16.

Tojo J.L., Santamarina M.T. (1998). Oral pharmacological treatments for parasitic diseases of rainbow trout Oncorhynchus mykiss.111: Ichthyobodo necator. Diseases of Aquatic organisms 33, 195-198.

Tripathi N.K. (2003). Pathogenesis and treatment of Flavobacterium columnare induced dermatitis in koi. Doctoraatsthesis: Graduate Faculty of The University of Georgia, Athens, p.2-169.

Tu X., Ling F., Huang A., Wang G. (2015). An infection of Gyrodactylus kobayashii Hukuda, 1940 (Monogenea) associated with the mortality of goldfish (Carassius auratus) from central China. Parasitology Research 114, 737-745.

Urawa S. (2013). Control of the Parasitic Flagellate Ichthyobodo salmonis, a Causative Agent of Marine Mortalities of Juvenile Chum Salmon. North Pacific Anadromous Fish Commission Technical Report 9, 214-215.

Van As J.G., Basson L. (1989) A further contribution to the taxonomy of the Trichodinidae (Ciliophora: Peritrichia) and a review of the taxonomic status of some fish ectoparasitic trichodinids. Systematic Parasitology 14, 157-179. Bron: Fish Diseases and Disorders volume 1: Protozoan and Metazoan infections. Second edition p299-320.

Vandersea M.W., Litaker R.W., Yonnish B., Sosa E., Landsberg J.H., Pullinger C., Moon-Butzin P., Green J., Morris J.A., Kator H., Noga E.J., Tester P.A. (2006). Molecular Assays for Detecting Aphanomyces invadans in Ulcerative Mycotic Fish Lesions. Applied and Enviromental Microbiology 72, 1551-1557.

Van Duijn C.Jr. (1983). Ziekten in zoetwateraquaria. Eerste druk. B.V.W.J.Thieme & Cie, Zutphen, p. 7-122.

Van Ramshorst J.D. (1979). Elsievers Aquarium Encyclopedie. Derde druk. Elsiever, Amsterdam/Brussel, p.6-399.

Van West P. (2006). Saprolegnia parasitica, an oomycete pathogen with a fishy appetite: new challenges for an old problem. Mycologist 20 (Ref. 3), 99-104.

Vasquez A.,Hansen H., Christion K., Bron J., Shinn A. (2011). Description of three new species of Gyrodactylus von Nordmann, 1832 (Monogenea) parasitising Oreochromis niloticus niloticus (L.) and O. mossambicus (Peters) (Cichlidae). Acta Parasitologica 56, 20-33.

Wada S., Yuasa K., Rha S.A., Nakamura K., Hatai K. (1994). Histopathology of Aphanomyces Infection in Dwarf Gourami (Colisa lalia). Fish Pathology 29( Ref.4), 229-237.

Wafer L.N., Whitney J.C., Jensen V.B. (2015).Case Report Fish Lice (Argulus japonicus) in Goldfish (Carassius auratus). Comparative Medicine 65(Ref.2), 93-95.

Wakabayashi H., Kira K., Egusa S. (1970). Studies on columnaris disease of pond-cultured eel -I. Characteristics and pathogenicity of Chondrococcus columnaris isolated from pond-cultured eels. Bulletin of the Japanese Society of Scientific Fisheries 36, 147-155. Bron: Veterinary Microbiology (1998) 62, 35-45. Bron: Veterinary Microbilogy (1998) 62(ref.1), 35-41.

30

Wang G.X.,Zhou Z, Jiang D, Han J.,Wang J., Zhao L., Li J. (2010). In vivo anthelmintic activity of five alkaloids from Macleaya microcarpa (Maxim) Fedde against Dactylogyrus intermedius in Carassius auratus. Veterinary Parasitology 171, 305-313.

Weir M., Rajić A., Dutil L., Cernicchiaro N., Uhland F.C., Mercier B., Tuševljak N. (2012). Zoonoticbacteria, antimicrobial use and antimicrobial resistance in ornamental fish: a systematic review of the existing research and survey of aquaculture-allied professionals. Epidemiology and Infection 140(Ref.2), 192-206.

White M.R., Swann L.D. (1991). Diagnosis and Treatment of “Aeromonas hydrophila” Infection of Fish. Aquaculture extension AS-461, 1-2.

Woo P.T.K. (2006). Fish Diseases and Disorders volume 1: Protozoan and Metazoan infections. Second edition. Cabi, London, p. 299-320.

Wuyts T. (2012). Besmetting van zoutwatervissen door Cryptococaryon irritans een overzicht. Literatuurstudie in het kader van de masterproef Faculteit Diergeneeskunde, Gent. P 1-24.

Zhang D.F., Ji C., Zhang X.J., Li T.T., Li A.H. , Gong X.N. (2015). Mixed mycobacterial

infections in farmed sturgeons. Aquaculture Research 46, 1914-1923.

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Cernicchiaro%20N%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=21906415

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Tu%C5%A1evljak%20N%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=21906415

ZWEREN BIJ ZOETWATERVISSEN IN VIJVERS EN AQUARIA ...€¦ · Voorwoord Als 2e master student aan de...

Documents

Transcript of ZWEREN BIJ ZOETWATERVISSEN IN VIJVERS EN AQUARIA ...€¦ · Voorwoord Als 2e master student aan de...