ANALYSE DES FACTEURS ANTINUTRITIONNELS ET DES …

a

UNIVERSITE D’ANTANANARIVO

FACULTE DES SCIENCES

DEPARTEMENT DE

BIOCHIMIE FONDAMENTALE ET APPLIQUEE

MEMOIRE POUR L’OBTENTION DU DIPLOME

D’ETUDES APPROFONDIES (DEA) BIOCHIMIE

OPTION : BIOCHIMIE APPLIQUEE AUX SCIENCES MEDICALES

ANALYSE DES FACTEURS ANTINUTRITIONNELS ET DES PRINCIPES TOXIQUES D’IGNAMES ( DIOSCOREA)

DE LA COTE EST DE MADAGASCAR

Présentée par : RAMAHAVORY Hanitriniony Landiharijaona Maître es Sciences

Soutenu le : 25 Septembre 2009

Devant la commission d’examen composé de :

Président : Pr. RAZANAMPARANY Julia Louisette

Rapporteur : Pr. JEANNODA Victor

Examinateurs : Dr. RAKOTO Danielle A. Doll

Dr. RAMAROSON Roseline

b

TABLE DES MATIERES

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DEDICACE

REMERCIEMENTS

ABREVIATIONS……………………………..……………………………………..…

GLOSSAIRE………………………………………….…………………………..…....

LISTE DES TABLEAUX…………….………………………………………………..

LISTE DES FIGURES…………………………………………………………………

INTRODUCTION GENERALE …………….……………………………………………….

i

ii

iii

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1

PREMIERE PARTIE : POINT BIBLIOGRAPHIQUE

1. GENERALITES SUR LES ALIMENTS ET LA NUTRITION…….……...…………

2. LES COMPOSES NOCIFS DANS LES ALIMENTS……….…………………………

2.1. LES FACTEURS ANTINUTRITIONNELS…………….….…………………..………..…

2.1.1. GENERALITES……………..………………………….….….…………..…………….

2.1.2. CLASSIFICATION……………………………………..….….………...…………..….

2.1.2.1. Les inhibiteurs enzymatiques........................................................................................

2.1.2.2. Les substances interférant avec l’assimilation des éléments minéraux…….…………

2.1.2.2.1. Les antithyroïdiens………………………………………………………..……

2.1.2.2.2. L’acide oxalique et les oxalates……………………………………………….

2.1.2.2.3. L’acide phytique………..…………………………..…………………..………

2.1.2.3. Les substances antivitaminiques.…………………………..…………………………

2.1.2.4. Les substances augmentant les pertes cataboliques………………….………..…….

2.1.2.5. Les substances à activités polyvalentes…………………………….….…..…….……

2.2. LES TOXIQUES DES ALIMENTS…………………………………………….……………

2.2.1. LES ALCALOÏDES…………………………………………………………….………

2.2.2. LES COMPOSES PHENOLIQUES…………………………………………..………….

2.2.3. LES HETEROSIDES TOXIQUES……………………………………………………..

2.2.3.1. Les glucosides cyanogénétiques……………………………………………….……

2.2.3.2. Les saponines…………………………………………………………………………

2.2.3.3. Les phytohémagglutinines ou lectines………….……………………………….…..

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3. GENERALITES SUR LES IGNAMES…………….……………………..……………….

3.1. BIOLOGIE GENERALE…………………………………….………………………….…..

3.2. PLACES ET UTILISATIONS DES IGNAMES DANS LE MONDE….……….…………

3.2.1. PRODUCTION MONDIALE D’IGNAME………………………….…………………

3.2.2. LES DIFFERENTES UTILISATIONS DES IGNAMES………………………………

3.2.2.1. Utilisations alimentaires................................................................................................

3.2.2.1.1. Valeur nutritive………………………………………………………………..

3.2.2.1.2. Facteurs antinutritionnels……………………………………….………………

3.2.2.2. Utilisations autres qu’alimentaires…………………………………..……………….

3.3. LES IGNAMES DE MADAGASCAR………………………………….…………………..

3.3.1. LES ETUDES EFFECTUEES SUR LES IGNAMES DE MADAGASCAR……..……

CONCLUSION……………………………………………………………………

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DEUXIEME PARTIE : ETUDE CHIMIQUE

1. INTRODUCTION……………………………………………………….………….

2. MATERIELS ET METHODES…………………………………….………………

2.1. MATERIELS…………………………………………………………………………………

2.1.1. LES VEGETAUX…………….……………………………………….…………………

2.1.1.1. Classification................................................................................................................

2.1.1.2. Noms vernaculaires.....................................................................................................

2.1.1.3. Données sur la récolte des échantillons.......................................................................

2.1.2. LES PRODUITS CHIMIQUES………………………………………………………….

2.2. METHODES………………………………………………………………….……………..

2.2.1. PREPARATION ET CONSERVATION DES MATERIELS D’ETUDE……………..

2.2.1.1. Conservation des matériels frais…………………………………………………….

2.2.1.2. Préparation et conservation des matériels secs………………………………………

2.2.2. METHODES DE PREPARATION DES EXTRAITS BRUTS …………………….….

2.2.2.1. Extraction à froid……………………………………………………………..….….

2.2.2.2. Extraction à chaud……………………………………………………………………

2.2.3. METHODE DE CONCENTRATION………………………………………………..…

2.2.4. METHODES ANALYTIQUES…………………………………….………….……….

2.2.4.1. Méthodes de détection des grandes familles chimiques……………………..….…..

2.2.4.1.1. Les alcaloïdes……….……………………………………………….…..…….

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2.2.4.1.2. Les flavonoïdes et les leucoanthocyanes………………………..…..…………

2.2.4.1.2.1. Les flavonoïdes…………………………………………………….………

a) Test de WILSTATER ou test à la cyanidine…………….……………………………

b) Test de WILSTATER modifié………………………………………………………

2.2.4.1.2.2. Les leucoanthocyanes : Test de BATE-SMITH……………………………

2.2.4.1.3. Les tannins et les polyphénols………………………………………………….

2.2.4.1.3.1. Test à la gélatine 1%…..…………………………………………………..

2.2.4.1.3.2. Test à la gélatine salée…………………………………………………..….

2.2.4.1.3.3. Test au chlorure ferrique……………………………………………….…

2.2.4.1.4. Les triterpènes et les stéroïdes………….………………………………………

2.2.4.1.4.1. Test de LIEBERMANN-BURCHARD……………………………………..

2.2.4.1.4.2. Test de SALKOWSKI………………………………..………………….….

2.2.4.1.5. Les saponines.……………………………………………………..………..….

2.2.4.1.6. Les composés cyanogénétiques…………………………………..……………

2.2.4.1.7. Les désoxyoses : test de KELLER-KILIANI…....……………………………

2.2.4.1.8. Les irridoïdes……………………………………………………………..……

2.2.4.2. Méthodes de dosage des facteurs antinutritionnels…………………………………

2.2.4.2.1. Les oxalates……………………………………….……………………………

2.2.4.2.1.1. Extraction des oxalates………….…………………………………………

2.2.4.2.1.2. Précipitation des oxalates……..…………………………………….……

2.2.4.2.1.3. Titration des ions oxalates…………………………………………………

2.2.4.2.1.4. Expression des résultats…………………………………………………….

a) Etalonnage de la solution de permanganate…………….…………………………

b) Détermination des concentrations en oxalates….……..……………………………

c) Détermination des teneurs en oxalates…………………….………………………

2.2.4.2.2. Le phytate…………………………………………………………………...…

2.2.4.2.2.1. Extraction de l’acide phytique…………………………………………..…

2.2.4.2.2.2. Précipitation du phytate ferrique……….…………………………………

2.2.4.2.2.3. Obtention de l’hydroxyde ferrique…………………………………………

2.2.4.2.2.4. Titration des ions ferreux…………………………………………..………

2.2.4.2.2.5. Expression des résultats…………………………………………………….

a) Détermination de la teneur en fer………………..…………………………………

b) Détermination de la teneur en phosphore phytique….……………….……………

c) Détermination de la teneur en phytate..………………………..……………………

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3. RESULTATS……………………………………………….………………………

3.1. FORME DES MATERIELS D’ETUDE……………………………………………………

3.2. LES EXTRAITS BRUTS ………………..………………………………………………….

3.3. COMPOSITION CHIMIQUE DES FEUILLES ET DES TUBERCULES………………….

3.3.1. LES FAMILLES CHIMIQUES……….…………………………………………………

3.3.1.1. Criblage phytochimique des feuilles………………………….……………………..

3.3.1.2. Criblage phytochimique des tubercules…………………….…….…………………

3.3.1.3. Récapitulation des résultats de criblage phytochimique des feuilles et des

tuberules d’ignames…………………………………………………………………

3.3.2. TENEURS EN FACTEURS ANTINUTRITIONNELS..………………………………

3.3.2.1. Détermination des teneurs en oxalates………………………………..……….…….

3.3.2.2. Détermination des teneurs en phytate……….………………………………….……

4. DISCUSSIONS………………………………………………….……….…..….….

CONCLUSION………………………………………………………………..……

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TROISIEME PARTIE : ETUDE BIOLOGIQUE

1. INTRODUCTION………………………………………………………..…..……..

2. MATERIELS ET METHODES……………………………………………….……

2.1. MATERIELS………………………………………………………………………….…….

2.1.1. LES ANIMAUX D’EXPERIMENTATION……………………………………………

2.1.2. LES MICROORGANISMES…….……………………………………………………..

2.1.3. LES MILIEUX DE CULTURE..……………………………………………………….

2.1.4. LES DISQUES D’ANTIBIOGRAMME….……………………………………………

2.1.5. LES MATERIELS D’ETUDE…………………………………………………………..

2.2. METHODES…………………………………………………………………………………

2.2.1. METHODES DE PREPARATION DES MATERIELS D’ETUDE……………………

2.2.1.1. Préparation des extraits bruts……………………………………………………….

2.2.1.2. Préparation des tubercules traités……………………………………………………

2.2.1.2.1. La farine crue de tubercules……………………………………………………

2.2.1.2.2. Le tubercule cuit………………………………………………………………

2.2.2. METHODES D’ETUDE DES EFFETS TOXIQUES SUR LES SOURIS………….…

2.2.2.1. Estimation de la toxicité des extraits……………………………….………….……

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2.2.2.2. Estimation de la toxicité des tubercules traités………………………………………

2.2.3. METHODES D’ETUDE DES EFFETS SUR LES MICROORGANISMES………..…

2.2.3.1. Stérilisation…………………………………………………………………………

2.2.3.2. Coloration de Gram…………………………………………………………………

2.2.3.2.1. Principe……………….……………………………………………………….

2.2.3.2.2. Mode opératoire………………………………………………………………..

2.2.3.2.2.1. Préparation et fixation du frottis microbien……………….………………

2.2.3.2.2.2. Coloration….……………………………………………………………..

2.2.3.3. Etude de l’activité antimicrobienne des extraits par la méthode de diffusion ………

2.2.3.3.1. Principe……………………………………………………………..…………

2.2.3.3.2. Mode opératoire………………………………………………………….…….

2.2.3.3.2.1. Repiquage des souches et préparation de l’inoculum…….………………

2.2.3.3.2.2. Ensemencement du milieu…………………………………………………

2.2.3.3.2.3. Mise en culture et lecture des résultats……………………………………

3. RESULTATS……..……………………………………………..………….………

3.1. ETUDE TOXICOLOGIQUE SUR LES SOURIS………………………………….…………..

3.1.1. EFFETS DES EXTRAITS………………………………………………………………

3.1.1.1. Administration par voie ip………………………………………………….………

3.1.1.1.1. Toxicité des extraits de poudre de feuilles……………………………….……

3.1.1.1.2. Toxicité des extraits de farine de tubercules……………………………………

3.1.1.2. Administration par voie orale………………………………………………………

3.1.2. EFFET DE L’ADMINISTRATION ORALE DES TUBERCULES TRAITES……….

3.2. EFFET DES EXTRAITS SUR LA CROISSANCE DES MICROORGANISMES………..

3.2.1. CARACTERISATION DES GERMES-TESTS………………………………………..

3.2.2. ACTIVITE ANTIMICROBIENNE……………………….……………………………

4. DISCUSSIONS…………..…………………………………………………………

CONCLUSION……..………………………………………………………….……

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CONCLUSION GENERALE ET PERSPECTIVES D’AVENIR …..…….…….……87

******************************** REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES

ANNEXE

g

« Et sur la rivière, sur son bord, d'un côté et de l'autre, croissaient toutes sortes d'arbres dont on mange. Leur feuille ne se flétrira pas, et leur fruit ne cessera pas : tous les mois ils porteront du fruit mûr ; car ses eaux sortent du sanctuaire. Et leur fruit sera pour nourrir, et leur feuille, pour guérir. »

(Ézéchiel 47:12)

Merci Jésus de ce que je puisse dédié ce mémoire à - la mémoire de mon père qui nous a quittés

précocement, - ma mère pour les efforts et encouragements, - ma sœur et mon frère en guise d’affection, - lastly but not the least, à Hery ; l’avenir

nous sourit.

h

REMERCIEMENTS

« Si l'Éternel ne bâtit la maison, ceux qui la bâtissent y travaillent en vain ; si l'Éternel ne garde la ville, celui qui la garde veille en vain ; »

(Psaumes 127:1)

Aussi, rendons nous grâce en premier à l’Eternel source de tous les bienfaits. Par sa miséricorde… ce travail est.

Ce mémoire est le fruit des travaux effectués aux ;

- Laboratoire de Biochimie appliquée aux sciences médicales du département de Biochimie fondamentale et appliquée de la faculté des Sciences de l’Université d’Antananarivo

- Laboratoire de Physicochimie de l’Université d’Athénée Saint Joseph Antsirabe pour le dosage des facteurs antinutritionnels

C’est pourquoi, nous voudrions adresser, nos sincères remerciements et reconnaissance à Monsieur le professeur Victor JEANNODA, Chef de Département de Biochimie fondamentale et appliquée, responsable de la formation en 3ème cycle en biochimie de nous avoir ouvert son laboratoire et encadré nos travaux de recherche. Nous sommes sincèrement sensible aux encouragements qu’il a prodigués à notre endroit.

Nous ne saurions nous taire devant la bienveillance de Madame le Professeur Vololoniaina JEANNODA, responsable du projet CORUS, notre gratitude lui est réservée pour la confiance qu’elle nous a témoignée en nous autorisant d’intégrer le projet à travers nos travaux de recherche, allant jusqu’à nous permettre de nous rendre sur terrain pour visiter les conditions et écosystème des ignames sur la côte Est.

Nous sommes chaleureusement reconnaissante à Madame le Professeur Louisette RAZANAMPARANY qui a aimablement accepté de présider le jury de ce mémoire, malgré ses diverses obligations

Nous sommes sincèrement sensible au dévouement dont Madame le Docteur Danielle A. Doll RAKOTO, a fait preuve ; elle n’a pas ménagé son temps pour réaliser les riches discussions, fruits de sa compétence et de son expérience dans le domaine d’étude. Nous lui adressons notre profonde gratitude.

De surcroît, que Madame le Docteur Danielle A. Doll RAKOTORANOROMALALA et Madame le Docteur Ramaroson Roseline qui nous font l’honneur d’examiner ce travail trouvent ici notre parfaite gratitude.

Nous ne saurions omettre les précieux savoirs et conseils que Monsieur le Docteur Ranjàna H. RANDRIANARIVO nous a prodigués au cours de la réalisation de ce mémoire au Laboratoire de Biochimie appliquée aux sciences médicales du département de Biochimie fondamentale et appliquée de la faculté des Sciences de l’Université d’Antananarivo, nous lui adressons nos vifs remerciements.

Ce travail n’a pas abouti sans avoir passé par le Laboratoire de Physicochimie de l’Université d’Athenee Saint Joseph Antsirabe ; que tout le personnel technique de ce laboratoire à travers Madame le Professeur____________, recteur de l’Université d’Athenee Saint Joseph Antsirabe et enseignante au département de Biochimie fondamentale et appliquée de la faculté des Sciences de l’Université d’Antananarivo trouve ici l’expression de nos sincères reconnaissances.

Que tout ce qui a contribué de loin ou de près à la réalisation de ce mémoire trouve ici l’expression de nos vifs remerciements.

i

ABREVIATIONS

CORUS : Coopération pour la Recherche Universitaire et Scientifique

Ebac : Extrait brut aqueux à chaud

Ebaq : Extrait brut aqueux

Eha : Exrait hydroalcoolique

Epu : Extrait purifié

FADES : Fond d’Appui au Développement de l’Enseignement Supérieur

ip : intrapéritonéale

IPM : Institut Pasteur de Madagascar

LABASAN : Laboratoire de Biochimie Appliquée aux Sciences de

l’Alimentation et à la Nutrition

LABASM : Laboratoire de Biochimie Appliquée aux Sciences Médicales

nd : non déterminé

p/v : poids par volume

q.s.p. : en quantité suffisante pour

v/v : volume par volume

ii

GLOSSAIRE

Aphrogène : se dit d’une substance dont les solutions moussent.

Délabrement : affaiblissement.

Délectable : dont on se délecte (se délecter : prendre un plaisir extrême ou se

régaler).

Oestrogénique : de structure similaire à la molécule d’oestradiol et entrant en

compétition avec les récepteurs cytoplasmiques du 17 β - oestradiol

dans l’utérus.

Kwashiorkor : dénutrition grave par carence en protéines, observée chez des

enfants du tiers-monde.

Marasme : dénutrition grave par insuffisance des apports énergétiques,

observée en particulier chez l’enfant.

Nanisme nutritionnel : ou « stunting » ou « retard de croissance » correspondant à une

insuffisance très marquée de la taille pour un âge donné.

Nutraceutique (substance) : substance à activité thérapeutique extrait d’un aliment.

Pellagre : maladie due à une carence en vitamine PP ou niacine et se

manifestant par des lésions cutanées, des troubles digestifs,

psychiques et neurologiques.

Piscicide : qui tue les poissons.

Plante amylacée : plante ayant une ou des parties comestibles comme le tubercule, le

fruit ou la tige, contenant principalement des glucides sous forme

d’amidon.

Phytonutriment : substance présente à l’état naturel dans les aliments d’origine

végétale et qui en agissant en combinaison avec d’autres nutriments

essentiels, possède des effets bénéfiques sur la santé.

Vivace (plante) : plante vivant plus d’un an grâce à son appareil végétatif, et qui

fructifie plusieurs fois dans son existence.

iii

LISTE DES TABLEAUX

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Tableau 1 : Les ignames récoltées dans les régions de la côte est de Madagascar :

identification, coordonnées géographiques, date et le lieu de récolte.…….………..

Tableau 2 : Norme utilisée pour exprimer les résultats des tests de détection des alcaloïdes….….

Tableau 3 : Caractéristiques des extraits de poudre de feuilles…….……………………………...

Tableau 4 : Caractéristiques des extraits de farine de tubercules………….……..…………….…...

Tableau 5 : Résultats du criblage phytochimique des feuilles de « ovy lalaina » et « ovy

mena » (Dioscorea alata)……………………………………………………………

Tableau 6 : Résultats du criblage phytochimique des feuilles de « ovy be » (Dioscorea alata)….…

Tableau 7 : Résultats du criblage phytochimique des feuilles de « ovy vazaha » et « ovy

lava » (Dioscorea alata)………..……………………………………………….…….

Tableau 8 : Résultats du criblage phytochimique des feuilles de « mavondro » (Dioscorea

esculenta)……………………………………………………………..…………..…

Tableau 9 : Résultats du criblage phytochimique des tubercules de « ovy lalaina » et « ovy

mena » (Dioscorea. alata)………………………..………….…………….……..…...

Tableau 10 : Résultats du criblage phytochimique des tubercules de « ovy be » (Dioscorea

alata)…………………………………………………………………………………

Tableau 11 : Résultats du criblage phytochimique des tubercules de « ovy vazaha », « ovy

lava », « ovy voay » et « ovy lohandambo » (Dioscorea alata)……….…………...

Tableau 122 : Résultats du criblage phytochimique des tubercules de « mavondro » (Dioscorea

esculenta) et « ovy hazo » (Dioscorea burkilliana)……...…………………………..

Tableau 13 : Récapitulation des résultats du criblage phytochimique des feuilles et des

tubercules des ignames étudiées………….……………………………………...….

Tableau 14 : Teneurs en oxalates des feuilles d’ignames en mg par 100 g de poids frais……...….

Tableau 15 : Teneurs en oxalates des tubercules d’ignames en mg par 100g de poids frais….…...

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Tableau 16 : Teneurs en phytate des feuilles d’ignames en mg/100 g de poids sec……..………....

Tableau 17 : Teneurs en phytate des tubercules d’ignames en mg/100 g de poids sec.……..……..

Tableau 18 : Teneurs en oxalates des tubercules de quelques espèces d’ignames népalaises

et malgaches en mg/100 g de poids frais……………………………………………...

Tableau 19 : Teneurs en phytate des tubercules de quelques espèces d’ignames népalaises

et malgaches en mg/100 g de poids sec…………..…………………………………...

Tableau 20 : Normes utilisées dans l’expression des résultats des tests en milieu solide…….……

Tableau 21 : Résultats des tests de toxicité des Ebaq et des Eha de poudre de feuilles

administrés par voie ip aux souris….………………………………….…………....

Tableau 22 : Résultats des tests de toxicité des Ebaq et des Eha de farine de tubercules

administrés par voie ip aux souris …………………………...……………………..

Tableau 23 : Résultats des tests de toxicité des Ebac de poudre de feuilles et de farine de

tubercules administrés par voie orale aux souris.………………………………..….

Tableau 24 : Résultats des effets de l’administration orale des tubercules traités aux les souris….

Tableau 25 : Caractéristiques des germes-tests…………………………...……………………….

Tableau 26 : Résultats des tests d’activité antimicrobienne des extraits de poudre de

feuilles………....……………………………………………………………………….

Tableau 27 : Résultats des tests d’activité antimicrobienne des extraits de farine de

tubercules...………......................................................................................................

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LISTE DES PHOTOS

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Photo 1 : D. alata « ovy lalaina » : (1) Tubercule - (2) Corme - (3) Feuilles……………………….

Photo 2 : D. alata « ovy be » : (1) Tubercules - (2) Corme - (3) Feuille.………...…………..…….

Photo 3 : D. alata « ovy vazaha » : (1) Tubercule - (2) Corme……………………………………..

Photo 4 : D. alata « ovy lava » : (1) Tubercule - (2) Tubercule tranché - (3) Feuille……….………

Photo 5 : D. alata « ovy voay » : Tubercule…..…….…………….…………………….…………

Photo 6 : D. esculenta ou « mavondro » : (1) Tubercules - (3) Feuilles....……………….….……..

Photo 7 : D. burkilliana ou « ovy hazo » : Tubercule……………………………………………..

Photo 8 : Farine de tubercules de :

(1) D. alata [(a) « ovy lalaina » (MT 263) - (b) « ovy mena » (MT 248) - (c) « ovy

be » (MT 237) - (d) « ovy vazaha » (MT 238) - (e) « ovy lava » (MT 262) - (f)

« ovy voay » (MT 273) - (g) « ovy lohandambo » (MT 275)]

(2) D. esculenta ou « mavondro » (MT 277)

(3) D. burkilliana ou « ovy hazo » (MT 261)…….……..……………………..…….…

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LISTE DES FIGURES

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Figure 9 : Teneurs en oxalates des feuilles et des tubercules des ignames étudiées……………….

Figure 10 : Teneurs en phytate des feuilles et des tubercules des ignames étudiées…….…………

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a

INTRODUCTION

GENERALE

Introduction générale

1

INTRODUCTION GENERALE

Les plantes amylacées constituent avec les céréales les deux familles d’aliments qui

fournissent à elles seules les aliments de base de la majorité des êtres humains. Selon les

circonstances, les plantes amylacées servent aussi de compléments aux céréales et/ou de

solutions de réserve (MOUREY, 2004).

Au niveau mondial, la production de racines et tubercules qui est de 600 millions de tonnes

par an, occupe la deuxième place après celle des céréales, qui est de 2 milliards de tonnes. Celle

des légumineuses, qui est de 60 millions de tonnes tient la troisième place (LATHAN, 2001).

Selon DUNBAR (1969), grâce à la facilité de leur culture, donc à leur prolifération, les plantes

amylacées ont une très grande importance en nutrition humaine. Parmi ces plantes, la pomme de

terre est la première production mondiale. Elle est suivie du manioc puis de la patate douce. La

culture d’ignames et d’autres plantes à tubercules comme le taro, est considérablement faible

bien qu’elle possède une place prépondérante dans certains territoires du globe (VERNIER et

coll., 2000). En effet, dans les régions tropicales, la production d’igname occupe la seconde

place après celle du manioc. Plusieurs pays tels que le Nigeria qui est le plus grand producteur

d’ignames, la Jamaïque, le Ghana, le Brésil et bien d'autres en sont exportateurs.

A Madagascar, les données historiques rapportent que l’igname constituait, avec la banane,

l’aliment de base des premiers malgaches (RAISON, 1992). Il s’agissait particulièrement de

Dioscorea esculenta, Dioscorea alata, et Dioscorea bulbifera. Ultérieurement, les ignames ont

été remplacées par le riz et d’autres plantes à tubercules dont les cultures s’avéraient plus faciles.

Actuellement, la culture de l’igname ne subsiste que dans certaines régions de la côte est

soit sous forme de végéculture (SAUER, 1969), soit sous forme d’individus plus ou moins

nombreux cultivés dans les différentes jachères. Dans les autres régions côtières de l’île, la

culture d’ignames se limite à un ou deux pieds dans les jardins de cases où elles sont appelées

« voli-drazana » ou culture des ancêtres, appellation qui reflète bien l’histoire de cette plante à

Madagascar.

En outre, l’existence d’espèces sauvages appelées « oviala » ou ignames de la forêt

poussant dans toutes les forêts de Madagascar ont incité davantage à l’abandon de la culture des

ignames domestiquées qui est ainsi passée progressivement d’une agriculture véritable à un

système de cueillette permettant seulement d’obtenir de la nourriture d’appoint pendant les

périodes de disette. D’où le statut d’aliment du pauvre attribué à l’igname dans de nombreuses


2

régions de l’île, malgré sa qualité alimentaire reflétée par les valeurs nutritionnelles relativement

élevées de ses tubercules, lesquelles sont nettement supérieures à celles du manioc, par exemple.

Quelques espèces sauvages et endémiques de Madagascar appartenant au genre Dioscorea

ont effectivement déjà fait l’objet d’études dans le laboratoire de Biochimie appliquée aux

sciences de l’alimentation et à la nutrition (LABASAN) (RAMANANTOANDRO, 1998 ;

RATSILEFITRA, 1999 ; LALA, 2000 ; RALAIARISON, 2002).

Plus tard, des études approfondies sur les ignames endémiques de Madagascar ont

redémarré au sein de l’Université d'Antananarivo grâce à un projet intitulé « Appui à la

recherche sur les possibilités de valorisation des ignames malgaches », mené au sein de la

Faculté des Sciences d’Antananarivo et financé par la Banque Mondiale à travers le Projet

FADES. Ces études ont permis d’inventorier plus d’une vingtaine d’espèces sauvages et

domestiquées dans trois zones pilotes, à savoir Ambohimahasoa, Morondava et Brickaville. Ces

espèces ont fait l’objet de plusieurs investigations intéressant plusieurs domaines, à savoir :

- la botanique (biologie, écologie et statut en matière de conservation) ;

- la nutrition (valeurs nutritionnelles et propriétés organoleptiques) ;

- la toxicologie (facteurs antinutritionnels, toxiques et propriétés autres

qu’alimentaires) ;

- la biotechnologie (mise au point des techniques de conservation et de transformation).

Dans le cadre de la réalisation du projet CORUS 6020 intitulé « Valorisation de

l'agrobiodiversité des ignames de Madagascar », les travaux sur les ignames malgaches se sont

poursuivis principalement avec les espèces cultivées.

La contribution du laboratoire de Biochimie appliquée aux sciences médicales (LABASM)

du département Biochimie fondamentale et appliquée à ce projet porte sur la détermination des

constituants altérant la valeur nutritionnelle ainsi que sur la toxicologie des espèces du genre

Dioscorea récoltées dans quelques régions côtières de Madagascar.

Les parties des plantes qui font l’objet de ces études sont les feuilles et les tubercules.


3

Ce mémoire rapporte les travaux réalisés sur trois espèces en provenance de la côte

orientale comprenant Dioscorea alata, Dioscorea esculenta et Dioscorea burkilliana. Il

comporte trois grandes parties :

- la première partie est consacrée à une synthèse bibliographique sur les aliments et la

nutrition, les composants nocifs dans les aliments ainsi que l’importance de l’igname ;

- la deuxième partie se rapporte à l’étude chimique qui consiste principalement à analyser

des constituants chimiques des matériels d’étude ;

- la troisième partie intitulée étude biologique consiste à prospecter les propriétés

toxicologiques des matériels.

Les trois grandes parties sont suivies d’une conclusion générale et des perspectives

d’avenir.

a

POINTPOINTPOINTPOINT BIBBIBBIBBIBLIOGRAPHIQUELIOGRAPHIQUELIOGRAPHIQUELIOGRAPHIQUE

Point bibliographique

4

4. GENERALITES SUR LES ALIMENTS ET LA NUTRITION

Selon DUPIN (1992), les aliments sont des substances solides ou liquides, d’origine

animale ou végétale, absorbées par un être vivant pour répondre aux besoins nutritionnels de son

organisme. Ils sont classés (voir annexe 1) d’une part, selon leur origine biologique, leur

apparence et leur utilisation, et d’autre part selon leur qualité essentielle par rapport aux besoins

nutritionnels tant énergétiques, plastiques que complémentaires (ANDRIAN et coll., 1981).

La nutrition qui est le fait de se nourrir, permet l’échange de matière et d’énergie entre

l’organisme et son environnement (MOUREY, 2004). Cet échange est basé sur le besoin

nutritionnel qu’AZOULAY et DILLON (1993) définissent comme étant la quantité minimale

d’énergie et de nutriments, exprimée sur une base journalière, nécessaire à une catégorie

d’individus donnée pour permettre une vie normale. Il dépend également des processus

alimentaires par lesquels il s’accomplit. En conséquence, lors de la nutrition, ce qui importe

avant tout, c’est le contenu en éléments nutritifs des aliments en tenant compte de la quantité

réellement absorbée au niveau intestinal. En effet, les aliments d’origine animale ou végétale

contiennent un mélange de nutriments (FAO, 2002) par le biais desquels ils assurent leurs rôles

d’entretien et de développement de l’organisme suite à leur ingestion (ALAIS et LINDEN,

1991).

Toujours selon DUPIN (1996), les nutriments sont des substances alimentaires résultant de

la digestion des aliments et qui, de par la quantité indispensable de leur apport, englobent les

macronutriments et les micronutriments. Les protides, les glucides et les lipides nécessaires en

grammes ou dizaines de grammes par jour constituent les macronutriments, tandis que les

vitamines et les minéraux composent les micronutriments.

Selon leur solubilité, on distingue les vitamines hydrosolubles et les vitamines

liposolubles. Les vitamines hydrosolubles regroupent la vitamine C ou acide ascorbique et les

vitamines du groupe B dont la thiamine ou B1, la riboflavine ou B2, la niacine ou B3 ou PP,

l’acide pantothénique ou B5, la pyridoxine ou B6, la biotine ou B8 ou H ou H1, l’acide folique

ou Bg et les cobalamines ou B12. La vitamine A ou rétinol, la vitamine D3 ou cholécalciférol, la

vitamine E ou tocophérol et la vitamine K ou phylloquinone constituent les vitamines

liposolubles.

Les minéraux sont représentés par les macroéléments dont les besoins sont proches du

gramme par jour (calcium, magnésium, phosphore, chlore, sodium, potassium) et les

oligoéléments dont les besoins sont inférieurs à 100 µg par jour (fer, cuivre, fluor, iode, zinc).


5

La connaissance de la valeur nutritive des aliments est ainsi très importante car elle permet

d’éviter certaines formes de problèmes nutritionnels connus sous le terme de « malnutrition »

auquel le dictionnaire Le Petit Larousse (2006) donne deux définitions : « Excès, insuffisance ou

déséquilibre des apports alimentaires » et « Défaut d’utilisation des aliments par l’organisme ».

Ce terme recouvre en fait plusieurs types d’affections qui sont les maladies nutritionnelles parmi

lesquelles figurent les maladies de carence.

La carence est définie comme étant l’absence ou la présence en quantité insuffisante d’une

ou plusieurs substances indispensables à l’organisme (Le Petit Larousse, 2006), soit parce que le

régime alimentaire en manque soit parce qu’il renferme d’autres substances qui altèrent leur

biodisponibilité. Ce fait sera relaté avec plus de détails au paragraphe 2.1. (p. 6).

Selon la réponse observée, on distingue trois sortes de carence (BRIEND et GOLDEN,

1997), à savoir :

- la carence à effet spécifique ou de type I qui est caractérisée par une diminution

tissulaire du nutriment considéré ;

- la carence à effet global ou de type II qui est définie par une réduction de la croissance

et une perte de poids ;

- la carence en carbone comme source d’énergie.

La classification des nutriments en fonction de la réponse observée en cas de carence est

présentée en annexe 2.

Le terme de « malnutrition sévère » englobe toutes les carences de type II et la carence en

carbone, et se rapporte à trois grands tableaux cliniques : le marasme, le kwashiorkor et le

nanisme nutritionnel (BRIEND et GOLDEN, 1997).

Selon leurs causes premières, on distingue la malnutrition primaire lorsque la maladie

nutritionnelle est due à une alimentation insuffisante et/ou non équilibrée, et la malnutrition

secondaire quand elle résulte plutôt de l’impact de maladies. Cependant ces deux formes de

malnutrition peuvent coexister.

En conclusion, les aliments fournissent les principes nutritifs indispensables que

l’organisme requiert, en quantité et diversité appropriées pour le maintien d’un état

physiologique normal. Toutefois, les aliments sont également sources de certaines substances

nocives de nature et effets divers qui peuvent affecter le processus nutritionnel et/ou occasionner

certaines formes de physiopathologies plus ou moins particulières.


6

5. LES COMPOSES NOCIFS DANS LES ALIMENTS

L’alimentation, à part son rôle dans la nutrition, peut également constituer une source de

substances nocives pour l’organisme. On distingue les toxines issues de la contamination des

aliments et les substances nuisibles faisant partie de leurs propres constituants chimiques.

Certains de ces constituants chimiques sont issus du métabolisme secondaire des plantes

comestibles. Ils jouent généralement un rôle protecteur ou régulateur chez les organismes qui

assurent leur synthèse. Suite à leur ingestion, ils conservent ou manifestent certaines de leurs

activités. On distingue d’une part les toxines dont l’ingestion est attribuée le plus souvent à une

erreur alimentaire consécutive à la confusion entre espèce comestible et espèce toxique, d’autre

part les constituants nocifs rencontrés dans l’alimentation quotidienne. C’est à ces derniers

dénommés facteurs antinutritionnels et toxiques des aliments que nous allons nous intéresser.

5.1. LES FACTEURS ANTINUTRITIONNELS

(DERACHE, 1986 ; LEYRAL et VIERLING, 2001)

5.1.1. GENERALITES La découverte des facteurs antinutritionnels ou substances défavorables pour la nutrition

est due à la discordance entre les valeurs nutritives théoriques et celles mesurées sur l’homme ou

les animaux. Il s’agit de constituants nocifs présents dans l’alimentation, et dont l’effet toxique

se manifeste par une moindre disponibilité ou une perte supplémentaire de nutriment, provoquant

ainsi un déséquilibre de la couverture des besoins dont la non compensation conduit à un état de

carence pathologique. La compensation consiste à apporter les nutriments déficitaires, mais dans

les cas extrêmes de carence, le délabrement de l’organisme n’est plus simplement compensable.

LEYRAL et VIERLING (2001) définissent les facteurs antinutritionnels comme étant des

substances qui provoquent des troubles de l’ingestion, de la digestion et de l’absorption. En effet,

selon leur nature et leurs propriétés biologiques, les facteurs antinutritionnels agissent soit durant

l’ingestion, lorsque la mastication libère des enzymes qui détruisent les nutriments, soit pendant

la digestion, quand ces substances inhibent les hydrolases digestives, soit enfin au cours du

métabolisme lorsque leur détoxication entraîne une perte de molécules endogènes.


7

5.1.2. CLASSIFICATION Du point de vue nutritionnel, les facteurs antinutritionnels sont classés en quatre groupes

en fonction du type de nutriments avec lesquels ils interfèrent. On distingue :

- les inhibiteurs enzymatiques ;

- les substances interférant avec l’assimilation d’éléments minéraux ;

- les substances antivitaminiques ;

- les substances dont la détoxication entraîne une perte de molécules endogènes.

Certains facteurs comme les tannins et l’acide phytique possédent des activités multiples.

5.1.2.1. Les inhibiteurs enzymatiques Ce sont des composés interférant avec l’activité des enzymes digestifs, et leurs principales

sources sont les aliments d’origine végétale.

Selon leur nature chimique, on distingue les inhibiteurs de nature polyphénolique et les

inhibiteurs de nature protéique.

Les inhibiteurs de nature polyphénolique appartiennent au groupe des tannins, et leur

activité est liée à leur aptitude à dénaturer les protéines en formant des complexes stables avec

celles-ci. Ces inhibiteurs sont très thermostables et sont caractérisés par l’absence de spécificité.

Les inhibiteurs de nature protéique sont très spécifiques, mais leur stabilité sous l’effet de

la température est variable. En effet, certains inhibiteurs de nature protéique comme les

anticarboxypeptidases A et B de la pomme de terre ne sont que peu inactivés par la chaleur,

tandis que les antitrypsines de nature glycoprotéique sont très thermolabiles.

En outre, selon les types d’enzymes cibles, les principaux inhibiteurs enzymatiques

rencontrés dans l’alimentation animale regroupent les anticarbohydrases et les antiprotéases.

Les anticarbohydrases les plus importants au point de vue de la nutrition humaine sont

l’anti-amylase et l’anti-invertase. Ils interfèrent avec le métabolisme des hydrates de carbone en

empêchant leur digestion, les rendant ainsi indisponibles. Ces anticarbohydrases sont souvent

assez stables à la chaleur car leur activité demeure encore importante au cœur de préparations

cuites. Un taux élevé d’anti-amylase dans l’alimentation provoquerait une diarrhée à cause de

l’accumulation d’amidon non digéré dans le colon. Néanmoins les propriétés de ces inhibiteurs


8

permettent de les préconiser dans le traitement du diabète ou de l’obésité, car ils préviennent la

dégradation et par conséquent, l’utilisation des hydrates de carbone comme sources d’énergie.

Les antiprotéases interfèrent avec le métabolisme des protéines et comprennent les

anticarboxypeptidases et les antitrypsines. Les antitrypsines de nature glycoprotéique inhibent

l’activité de la trypsine et/ou de la chymotrypsine selon leur origine animale ou végétale. En se

complexant avec ces enzymes digestifs, les facteurs anti-trypsiques préviennent la dégradation

des protéines en polypeptides, causant ainsi une forte diminution de leur digestibilité.

5.1.2.2. Les substances interférant avec l’assimilation des éléments minéraux Ce groupe englobe les antithyroïdiens, l’acide oxalique et l’acide phytique.

5.1.2.2.1. Les antithyroïdiens Ce sont les substances goitrogènes à l’origine de la perturbation des mécanismes

d’utilisation de l’iode de la ration alimentaire, conduisant à un dysfonctionnement de la thyroïde.

Les composés impliqués sont :

- les principes actifs des thioglucosides progroitrines de certaines plantes à savoir les

thio-oxazolidones, les iso-thiocyanates et les thiocyanates ;

- les glucosides cyanogénétiques ;

- les polyphénols.

Selon leur mécanisme d’action, la compensation de leur effet consiste en l’augmentation

de l’apport en iode ou en l’administration d’hormones thyroïdiennes.

5.1.2.2.2. L’acide oxalique et les oxalates Ces antinutriments présents dans les aliments sources peuvent être sous forme libre tel que

l’acide oxalique ou acide éthanedioïque (HOOC–COOH), sous forme d’oxalates solubles dont

les oxalates de sodium et de potassium principalement et/ou sous forme très peu soluble ou

insoluble c'est-à-dire sous forme d’oxalate de magnésium et surtout de calcium.

Outre ses effets irritants sur les voies œsophagienne et gastrique lors de son ingestion,

l’acide oxalique, affecte la disponibilité des minéraux de la ration, dont le fer, le sodium, le

potassium ou le magnésium, et principalement le calcium. En effet, à cause de son affinité pour

ces minéraux, l’acide oxalique forme des complexes avec ceux-ci par chélation, interférant ainsi

avec leur assimilation et provoquant par conséquent des carences.


9

Sachant que 2,25 g d’acide oxalique précipite 1 g de calcium, la disponibilité de ce dernier

dans un aliment déterminé est définie par le rapport ci-dessous :

Acide oxalique (g/kg) Disponibilité du calcium =

Calcium (g/kg)

Les aliments pour lesquels ce rapport est supérieur à 2,25 sont des aliments qui non

seulement n’apportent pas de calcium, mais en plus, sont considérés comme décalcifiants.

La nocivité de ces facteurs résulte également du fait que les précipités d'oxalate de calcium

peuvent obstruer les canaux rénaux. Ce phénomène est à l’origine de plusieurs états

pathologiques dont l’oligurie, l’albuminurie, l’hématurie et principalement le calcul rénal

(NOONAN et SAVAGE, 1999).

Enfin, l’acide oxalique est également considéré comme une substance toxique dont le seuil

de toxicité est assez bas car la quantité minimale létale est de 2 g d’oxalate pour l’homme adulte

(LIBERT et FRANCESCHI, 1987).

5.1.2.2.3. L’acide phytique L’acide phytique ou acide inositol hexaphosphorique, est un facteur antinutritionnel car

non seulement il constitue une mauvaise source de phosphates non libérés ou sous forme

insoluble, mais est également un chélateur de minéraux d’importance nutritionnelle (LIU et coll.,

1998) en formant des sels insolubles appelés phytates.

C’est le phosphore contenu dans la structure de l’acide phytique qui se lie avec les cations,

diminuant ainsi la biodisponibilité de ceux-ci chez l’homme et les modèles animaux (REDDY et

coll., 1989). En effet, l’acide phytique réduit la biodisponibilité du zinc en formant de complexes

minéraux insolubles au pH physiologique (OBERLEAS, 1983). La formation des complexes

dépend des quantités de zinc et d’acide phytique à la fois (DAVIS et OLPIN, 1979). Le taux de

complexe phytate-Zn dépend également de celui du calcium car il existe une cinétique

synergique entre les ions Ca2+ et Zn2+, aboutissant à la formation du complexe Ca-Zn-phytate,

moins soluble que celui formé avec l’un des ions seulement (OBERLEAS, 1983). Ainsi l’acide

phytique affecte aussi la biodisponibilité du calcium, augmente sa perte fécale et par conséquent

contribue à la décalcification de l’organisme malgré un apport alimentaire normal de calcium et

de vitamine D.

L’utilisation d’autres oligoéléments indispensables comme le cuivre, le magnésium et le

fer, peut également être fortement diminuée par l’acide phytique. En effet, les complexes Ca-


10

phytate inhibent aussi l’absorption du fer (SIRKKA, 1997), mais ces effets sont réduits par

l’acide ascorbique.

A part son rôle de chélateur de minéraux, l’acide phytique complexe aussi les protéines

(LIU et coll., 1998) et provoque ainsi une diminution de leur disponibilité. Des études in vitro

ont montré que les complexes phytate-protéine sont formés par interaction électrostatique et

plusieurs de ces complexes sont insolubles et ne sont par conséquent pas biologiquement

disponibles pour l’organisme humain dans les conditions physiologiques normales (CHERYAN,

1980). Les propriétés de chélateur de protéine de l’acide phytique font que cet antinutriment peut

se complexer avec les enzymes digestifs telles que la trypsine et la pepsine pour empêcher leur

fonctionnement, ce qui diminue davantage la digestion des protéines (REDDY et coll., 1989).

En outre, l’acide phytique altère la digestion de l’amidon en complexant les enzymes

responsables de leur digestion, en rendant indisponibles leurs cofacteurs tels que les ions calcium

(SIRKKA, 1997), ou en se liant directement à certains résidus de l’amidon grâce aux atomes de

phosphore qui le constituent.

Enfin l’acide phytique occasionne également la maladie appelée pellagre, car en agissant

comme un acide, il se complexe à la niacine, vitamine se comportant ici comme une base.

L’acide phytique est donc un antinutriment à activités polyvalentes affectant à la fois la

disponibilité des minéraux, des protéines, de l’amidon et de la niacine.

Néanmoins, l’acide phytique est considéré comme un phytonutriment et est identifié

comme un antioxydant. En effet, en se complexant avec les ions ferreux libres, il empêche

l’activation du site de coordination Fe-dépendant de l’enzyme catalysant la formation de radical

hydroxyle libre (GRAF et EATON, 1990). L’acide phytique est aussi connu pour ses effets

anticarcinogène (SHAMSUDDIN et coll., 1997), hypoglycémique et hypolipidémique

(RICKARD et THOMPSON, 1997). Des études effectuées par ONOMI et coll. (2004) sur les

rats ont montré qu’un apport de 0,035% d’acide phytique permet d’avoir cette activité

hypolipidémique et que l’effet antinutritif n’est observé qu’à des taux 10 fois plus élevés.

5.1.2.3. Les substances antivitaminiques Cette classe de facteur antinutritionnel regroupe les substances inactivant les vitamines

et/ou augmentant les besoins vitaminiques. Elle regroupe les antithiamines, l’acide ascorbique

oxydase, l’antibiotine et le niacinogène.


11

Les antithiamines comprennent d’une part le facteur protéique et thermolabile qui est la

thiaminase I des animaux aquatiques, d’autre part les substances à petit poids moléculaire et

thermostables dont la thiaminase II de la fougère et des dérivés phénoliques (l’acide caféique).

L’acide ascorbique oxydase catalyse l’oxydation de l’acide ascorbique.

L’antibiotine rend les molécules de biotine indisponibles par chélation.

Le niacinogène est un précurseur de la vitamine PP qui ne peut libérer la forme active

qu’après hydrolyse alcaline.

5.1.2.4. Les substances augmentant les pertes cataboliques Ce sont les substances dont la détoxication peut entraîner une augmentation de catabolisme

de certains éléments. Ceux-ci doivent alors être prélevés des réserves ou des constituants

plastiques de l’organisme lui-même si l’apport alimentaire venait à manquer.

La détoxication de l’acide benzoïque en est un exemple, car elle requiert la glycine qui

serait prélevée des protéines corporelles, à l’origine de l’augmentation du catabolisme azoté. Les

réserves hépatiques en vitamine A sont aussi affectées.

Les dérivés phénoliques comme l’acide gallique sont également connus comme

ralentissant la croissance, effet compensé par un apport supplémentaire de donneur de méthyle

comme la méthionine.

5.1.2.5. Les substances à activités polyvalentes Certains composés de natures différentes exercent des effets antinutritifs multiples, parmi

lesquels l’acide phytique et les tannins. Les effets de l’acide phytique ayant déjà été décrits au

paragraphe 2.1.2.2.3. (p. 9), ceux des tannins sont récapitulés ici.

Primo, les tannins sont responsables de la saveur astringente des aliments.

Secundo, les tannins provoquent la dénaturation des glycoprotéines, diminuant ainsi leur

biodisponibilité et augmentant par conséquent la perte fécale d’azote. Ceci est dû :

- soit à la présence de complexes tannins-protéines résistant aux enzymes digestifs ;

- soit à l’inhibition non spécifique des enzymes (trypsine, alpha-amylase et lipase) par

les tannins libres (HORIGOME et coll., 1998) ;

- soit à l’action des tannins sur la muqueuse digestive, induisant une augmentation des

sécrétions.


12

Concernant les effets anti-enzymatiques, d’autres composés phénoliques anticarbohydrases

inhibent l’alpha-amylase et l’alpha-glucosidase (FONSEKA et coll., 2007 ; HOSSAIN et coll.,

2008).

Tertio, un autre effet important des tannins découle de l’aptitude des polyphénols à

complexer les ions métalliques diet trivalents, causant leur indisponibilité, propriété qui peut

toutefois avoir un effet bénéfique en cas de contamination par les métaux lourds.

Quarto, les tannins diminuent les disponibilités des vitamines B1 et B12. Les réserves

hépatiques en vitamine A sont également touchées par l’absorption de tannins, mais ceci est en

contraste avec le rôle de protecteur hépatique souvent constaté avec les tannins.

5.2. LES TOXIQUES DES ALIMENTS (DERACHE, 1986) Les toxiques des aliments appartiennent à diverses familles chimiques qui forment une

classe de substances nocives dont les effets non compensables par un apport supplémentaire de

nutriments s’exercent sur l’organisme soit par une réactivité particulière, soit par mimétisme

moléculaire vis-à-vis d’hormones ou d’acides aminés, soit par l’existence d’un terrain génétique

favorisant l’apparition d’une pathologie déterminée.

Les principaux toxiques rencontrés dans les aliments d’origine végétale sont les alcaloïdes,

les composés phénoliques, les glycosides toxiques et les lectines.

5.2.1. LES ALCALOÏDES En tant que métabolites secondaires, les alcaloïdes sont très répandus dans le règne végétal.

Ce sont des composés comportant un hétérocycle azoté, qui ont la propriété de former des sels et

d'être amers. Certains d’entres eux sont doués d’activités biologiques importantes à cause de leur

mimétisme hormonal et de leur intervention dans les réactions capitales du métabolisme

cellulaire.

5.2.2. LES COMPOSES PHENOLIQUES Les composés phénoliques constitués par les benzoquinones, les dérivés de l’acide

phénolique et de l’acide hydroxycinnamique, les flavonoïdes, les lignines et les tannins

(PRIGENT, 2005 ), regroupent à la fois des composés à activités pharmacologiques

intéressantes, [antitumorale (HSEU et coll., 2004), antioxydante et hépato-protectrice (HSIAO et

coll., 2003), antihistaminique (HOSSAIN et coll., 2008)], et à activités nocives. Pour ces

dernières, ils agissent :

- soit, comme expliqué auparavant, en altérant le processus de la nutrition ;


13

- soit en provoquant des effets toxiques sur l’organisme. A titre d’exemples, le catéchol

s’oxyde en des structures quinoniques qui participent au cycle de production du radical

superoxyde et de peroxyde d’hydrogène admis comme mutagènes et cancérigènes ; et les

isoflavones, qui en entrant en compétition avec le 17 β-oestradiol pour occuper le récepteur

cytoplasmique de l’utérus, sont classés comme des substances à activité oestrogénique.

5.2.3. LES HETEROSIDES TOXIQUES Les hétérosides ou glucosides sont des molécules nées de la condensation d’oses et de

substances non glucidiques appelées génines. Parmi les glucosides toxiques, on distingue entre

autres, les glucosides cyanogénétiques, les saponines et les lectines.

5.2.3.1. Les glucosides cyanogénétiques Les glucosides cyanogénétiques sont des substances d'origine végétale qui, à part leur

activité goitrogène, libèrent de l'acide cyanhydrique (HCN), lequel est très toxique étant donné

que sa dose létale est estimée à 0,5 à 3,5 mg/kg (BRADBURY, 1991). En outre, l’ingestion

fréquente de petites quantités de cyanogène provoque une affection neurologique chronique chez

l’homme (MONTGOMERY, 1980).

Sur le plan chimique, on distingue deux familles de glucosides cyanogénétiques selon

qu’ils libèrent de l'acétone ou de l'aldéhyde benzoïque suite à leur hydrolyse.

5.2.3.2. Les saponines Les saponines sont des glucosides issus de la combinaison chimique d’un sucre et d’un

stéroïde, d’un stéroïde alcaloïde ou d’un triterpène. Ce sont des composés tensioactifs et

hémolytiques connus pour leurs propriétés aphrogène et piscicide.

5.2.3.3. Les phytohémagglutinines ou lectines Les phytohémagglutinines ou lectines sont des glycoprotéines d’origine végétale capables

d’agglutiner les érythrocytes, et de se fixer sur les entérocytes à la surface des membranes des

microvillosités. Leurs effets sur la croissance se manifestent surtout par une diminution de

l’utilisation de l’azote, de la vitamine B12 et des calories de la ration. AYKROYD (1982) parle

aussi d’une diminution de la qualité des protéines ingérées.

Pour conclure, les substances nocives des aliments sont de natures diverses, et affectent

différemment l’organisme. A part celle des constituants nutritifs, l’analyse des substances

nocives permet de mieux évaluer les qualités nutritionnelles des aliments et de préconiser ainsi

de meilleures utilisations alimentaires dans le but de couvrir correctement le besoin nutritionnel.


14

6. GENERALITES SUR LES IGNAMES

Le terme « igname », en anglais « yam », vient d’un terme africain « nyam » qui signifie

« manger ». Il désigne les plantes appartenant au genre Dioscorea qui comprend plusieurs

espèces dont les tubercules de certains sont comestibles et contiennent de l’amidon, ce qui

permet de les classer dans la famille des plantes amylacées dans la classification des aliments

(voir annexe 1).

6.1. BIOLOGIE GENERALE Selon BURKILL (1950), le genre Dioscorea regroupe des plantes vivaces toujours

pourvues d’organes souterrains riches en réserves. Elles sont lianescentes c'est-à-dire présentant

des tiges grimpantes et enroulées à gauche ou à droite. Leurs feuilles sont entières ou rarement

palmatilobées ou composées-palmées, alternes ou rarement opposées, palminerves, souvent

cordées et dont le pétiole est élargi ou épaissi. Ce sont des plantes dioïques dont les fruits sont

capsulaires et loculicides, et les graines, au nombre de 6, à raison de 2 par loge, sont

comprimées, ailées et albuminées.

Les ignames sont des plantes exigeantes en eau qui se développent mal au dessous d’une

température inférieure à 20°C et nécessitent en effet une température optimale moyenne de 23 à

30°C pour leur croissance (ORKWOR et coll., 1998). Le genre Dioscorea regroupe environ 600

espèces (COURSEY, 1967), réparties dans les régions tropicales, subtropicales et tempérées.

6.2. PLACES ET UTILISATIONS DES IGNAMES DANS LE MONDE

6.2.1. PRODUCTION MONDIALE D’IGNAME La zone de production d’igname la plus importante, nommée « yam belt », est constituée

par cinq grands pays côtiers de l'Afrique de l'Ouest à savoir la Côte d’Ivoire, le Ghana, le Togo,

le Bénin et surtout le Nigeria où l’on parle de « civilisation de l'igname », tant cette culture

ancienne est ancrée dans la vie économique, culturelle et religieuse de la population.

Ainsi, la production mondiale d’igname par an est estimée à plus de 33 millions de tonnes

dont 95% sont procurés par l’Afrique occidentale (HAMON et coll., 1997 ; ORKZOR et coll.,

1998 ; ATTAIE et coll., 1998 ; VERNIER et coll. 1999 ; VERNIER et coll. 2000). Le Nigeria

détient les 3/4 de cette production (AKORODA, 1993). D’autres pays tropicaux en produisent

également, comme les Caraïbes et l’Océanie, ainsi que le Sud-ouest de l’Asie et l’Amérique

latine, mais en quantité moindre (ATTAIE, 1998 ; TRUCHOT, 1989).


15

On estime que 40 à 50 espèces sont cultivées ou font l’objet de cueillette (MARTIN et

DEGRAS, 1978). Les espèces les plus importantes en tant que denrées alimentaires sont des

espèces cultivées telles que Dioscorea rotudanta ou igname blanche, Dioscorea cayenensis ou

igname jaune, Dioscorea dumetorum ou igname trifoliée, Dioscorea alata ou igname d’eau,

Dioscorea esculenta ou igname chinoise, et Dioscorea bulbifera ou igname aérienne (ASIEDU,

1991).

6.2.2. LES DIFFERENTES UTILISATIONS DES IGNAMES 6.2.2.1. Utilisations alimentaires Faisant partie de la famille des plantes amylacées qui fournissent essentiellement de

l’énergie, mais aussi des protéines et des vitamines, l’igname passe pour être le plus délectable

des tubercules et jouit d’un grand prestige (FAO, 1990b). Elle constitue en effet la nourriture par

excellence de millions de personnes vivant dans la zone intertropicale, où elle représente 12 %

de leur alimentation de base (COURSEY et MARTIN, 1972).

Avant leur consommation, la préparation et/ou la transformation des aliments tirés des

plantes amylacées y compris l’igname, comporte diverses étapes comme l’épluchage avant ou

après cuisson, le lavage et le trempage, le séchage, la moûture, le broyage, le râpage, la

fermentation. Ces étapes peuvent être suivies de cuisson par rôtissage, à l’eau ou à la vapeur, ou

par friture. Ces aliments sont consommés en morceaux, en pâte, en purée ou sous forme de

galette, tandis que la farine qui en est extraite sert de base à de nombreuses préparations et à des

mélanges avec des farines de céréales et de légumineuses.

6.2.2.1.1. Valeur nutritive

La valeur nutritive des principales plantes amylacées selon PLATT (1962) est présentée en

annexe 3. D’autres études révèlent que les tubercules d’igname pourvoient à un apport protéique

2 à 3 fois supérieur à celui du manioc ou de la patate douce (BOURRET-CORTADELLAS,

1973). Selon MBOME-LAPE et TRECHE (1994) qui ont travaillé sur les Dioscorea consommés

au Ghana, les taux de protéines sont respectivement de 9,6%, 8,2% et 7,0% pour D. dumetorum,

D. alata et D. rotundata. Concernant D. dumetorum qui est le plus nutritif, ses protéines

montrent un bon taux d’acides aminés essentiels malgré un léger déficit en lysine, et son amidon

est facilement digéré. D’autres études ont montré que les tubercules d’ignames sont de bonnes

sources d’hydrates de carbone (¾ de leur poids sec) et de minéraux (calcium, phosphore et fer).

Ils apportent également des vitamines A et C mais sont pauvres en matières grasses (BELL et

FAVIER, 1980 ; EKA, 1985 ; AFOAKWA et SEFA-DEDEH, 2001 ; BHANDARI et coll.,

2003). Ces éléments nutritifs ne sont que très peu affectés par la conservation des tubercules à


16

28°C (température ambiante tropicale), et en chambre froide à 4°C pendant 24, 48 et 72h

(AFOAKWA et SEFA-DEDEH, 2001).

Concernant la consommation des feuilles d’igname, aucune donnée officielle relatant leurs

constituants nutritifs n’a été trouvée. Toutefois, de récents résultats d’enquêtes effectuées en

parallèle avec cette étude dans la région occidentale de Madagascar révèlent quelques modes de

préparation et de consommation des feuilles de certaines espèces cultivées d’ignames. Dans les

régions de la côte est, cette partie de la plante ne semble pas être utilisée dans l’alimentation

humaine.

6.2.2.1.2. Facteurs antinutritionnels Les principaux facteurs antinutritionnels des ignames sont les composés phénoliques

(tannins), les oxalates, le phytate, les anti-amylases et les antitrypsines. En affectant la

digestibilité de l’amidon et des protéines, ces inhibiteurs enzymatiques limitent l’utilisation

alimentaire des tubercules (PRATHIBHA et coll., 1995). Certains tubercules ont également été

rapportés comme renfermant des composés cyanogénétiques (BHANDARI et KAWABATA,

2004) ; des saponines et des lectines (McANUFF et coll., 2005), ainsi que des alcaloïdes

(COURSEY, 1967 ; NEUWINGER, 1996).

Il est important de mentionner que les différents procédés de conservation et de préparation

qui précèdent leur consommation affectent plus ou moins considérablement les effets de ces

substances antinutritives et améliorent ainsi la qualité nutritive des tubercules d’igname

(BHANDARI et KAWABATA, 2006 ; MEDOUA et coll., 2007).

6.2.2.2. Utilisations autres qu’alimentaires

En dehors de leurs utilisations alimentaires, certaines espèces de Dioscorea sont exploitées

comme sources de divers principes actifs intéressant le domaine pharmacologique et/ou

toxicologique. Des données sur certaines espèces médicinales de Dioscorea sont présentées en

annexe 4 et d’autres concernant les espèces Dioscorea renfermant des principes toxiques se

trouvent en annexe 5.

6.3. LES IGNAMES DE MADAGASCAR

A Madagascar, le genre Dioscorea était représenté par 33 espèces dont 27 endémiques et 6

introduites par ses premiers habitants dont les immigrants indo-malais (BURKILL et PERRIER

DE LA BATHIE, 1950). Grâce à des études plus récentes, de nouvelles espèces endémiques ont

été découvertes (WILKIN et coll., 2000 ; 2002 ; 2005 et 2006, JEANNODA et coll., 2003 ;

HAIGH et coll., 2005 ; WEBER et coll., 2005), portant actuellement la flore des


17

DIOSCOREACEAE à plus de 40 espèces, soit environ le dixième de la flore de cette famille

dans le monde.

Ces espèces sont surtout réparties dans les régions côtières et des études comparatives de la

richesse en espèces endémiques d'ignames (Dioscorea spp.) d'une région au climat sec (Menabe

central, près de Morondava) avec celle du versant oriental humide (région de Brickaville) ont

montré que dans la première région, les formes sauvages sont particulièrement diversifiées,

tandis que dans la zone humide, la diversité des formes endémiques est moindre. Mais

l'introduction ancienne d'espèces cultivées, D. alata particulièrement, et la diversité des cultivars

actuels dont le système social exige la remise en terre de la tête du tubercule après récolte,

aboutissent à des agro-écosystèmes ayant une production du même ordre de grandeur que ceux

d'Afrique centrale (JEANNODA et coll., 2007).

Concernant sa consommation, l’igname tient spécifiquement une place importante dans

l’alimentation des habitants des régions côtières. En milieu urbain, les ignames servent

traditionnellement d’aliment de complément, et en milieu rural, les espèces sauvages dont la

consommation a atteint les 18 982 tonnes par an (FRANÇOIS, 1968), constituent une nourriture

d’appoint spontanée pendant les périodes de soudure dans diverses zones de Madagascar

(SECALINE, 1997 ; FOFIFA/ONE, 2001 ; RAZANAMPARANY et coll., 2003).

6.3.1. LES ETUDES EFFECTUEES SUR LES IGNAMES DE MADAGASCAR Si les ignames sauvages et endémiques de Madagascar ont fait l'objet de nombreuses

recherches tant au point de vue taxonomique que biologique, écologique et biochimique, les

ignames cultivées, qui ont été introduites, n’ont été que peu étudiées.

Concernant les études effectuées au département de Biochimie fondamentale et appliquée

de la Faculté des sciences de l’Université d’Antananarivo, plusieurs espèces du genre Dioscorea

ont déjà fait l’objet d’études au LABASAN ayant pour but la détermination de la valeur

nutritionnelle des tubercules de quelques espèces sauvages endémiques de Madagascar dont D.

nako (RAMANANTOANDRO, 1998), D. fandra (RATSILEFITRA, 1999), D. maciba, D.

bemarivensis et D. bako (LALA, 2000) , D. hexagona, et D. trichanta (RALAIARISON, 2002).

Dans le cadre du projet FADES (2003-2005), le volet IV intitulé « Etude des propriétés

utiles autres qu’alimentaires des ignames » avait pour objet l’étude chimique et biologique de

certaines parties des plantes d’ignames qui ont été récoltés dans les zones pilotes. Certains des

résultats obtenus avec les espèces étudiées seront présentés en annexe 6.


18

En outre, des études chimiques et toxicologiques des tubercules de D. esculenta réalisées

au LABASM ont montré la présence de substances toxiques supposées être des saponosides avec

des génines stéroïdiques (RAKOTONDRASOA, 2005) et d’autres de nature alcaloïdique

(RANDRIANAMBININTSOA, 2006).

Toutes ces considérations reflètent l’importance de la culture d’igname dans la vie socio-

économique de plusieurs populations des régions tropicales du globe, dont Madagascar fait

partie. Concernant leur importance alimentaire, les tubercules d’igname comme toutes les plantes

amylacées constituent des sources d’énergie, de protéines, de vitamines et de minéraux, malgré

la présence de certains facteurs antinutritionnels car les effets de ceux-ci sont atténués dans la

plupart des cas par les procédés de transformation, de conservation et/ou de cuisson.

CONCLUSION

Cette synthèse bibliographique nous a permis de comprendre les rôles des aliments qui non

seulement assurent la nutrition, mais sont également sources de substances qui altèrent le

processus nutritionnel ou provoquent des affections non compensables par l’apport de

nutriments.

Un grand nombre de ces substances sont rencontrées dans les tubercules d’igname, plantes

qui sont socio-économiquement importantes dans plusieurs régions du globe ainsi qu’à

Madagascar et particulièrement dans ses régions côtières.

La compréhension de ces différents points nous sert ainsi de balise pour la réalisation de

nos travaux de recherche qui portent sur les études chimiques et biologiques de quelques espèces

cultivées d’ignames en provenance des régions de la côte orientale de Madagascar.

a

ETUDE CHIMIQUE

Etude chimique

19

1. INTRODUCTION

La majorité des études effectuées antérieurement au sein du département de Biochimie

fondamentale et appliquée sur les espèces du genre Dioscorea concernent principalement les

tubercules. Elles portent notamment sur leur valeur nutritionelle et sur l’activité biologique

d’extraits partiellement purifiés.

Pour notre part, nous avons travaillé sur trois espèces du genre Dioscorea à savoir D. alata

comprenant sept formes différentes, D. esculenta et D. burkilliana, provenant toutes de la côte

est de Madagascar.

L’objectif de notre étude est de rechercher des constituants nocifs éventuels dans les

feuilles et les tubercules, justifiant ou contredisant leur comestibilité.

Cette partie chimique consiste :

- d’une part, à préparer différents types d’extraits à paritr des poudres de feuilles et des

farines de tubercules ;

- d’autre part, à effectuer un criblage phytochimique et éventuellement un dosage de

certains facteurs antinutritionnels selon la disponibilité des matériels.

Etude chimique

20

2. MATERIELS ET METHODES 2.1. MATERIELS

2.1.1. LES VEGETAUX 2.1.1.1. Classification Trois espèces d’ignames ont été étudiées : D. alata, D. esculenta et D. burkilliana. Leur

classification est présentée ci-dessous.

Règne : VEGETAL

Embranchement : SPERMATOPHYTES

Sous-embranchement : ANGIOSPERMES

Classe : MONOCOTYLEDONES ou LILIOPSIDA

Ordre : DIOSCOREALES

Famille : DIOSCOREACEAE

Genre : Dioscorea

Espèce 1 : Dioscorea alata

Espèce 2 : Dioscorea esculenta

Espèce 3 : Dioscorea burkilliana

2.1.1.2. Noms vernaculaires L’espèce D. alata comprend plusieurs « formes » désignées par leur nom vernaculaire. Nos

échantillons sont représentés par :

- « ovy lalaina »

- « ovy mena »,

- « ovy be »,

- « ovy vazaha »,

- « ovy lava »,

- « ovy voay », et

- « ovy lohandambo ».

Les deux premières formes (« ovy lalaina » et « ovy mena ») sont caractérisées par la

couleur violette de leur tubercule.

Le nom vernaculaire de D. esculenta est « mavondro ».

Etude chimique

21

Le nom vernaculaire de D. burkilliana est « ovy hazo ».

Si D. alata et D. esculenta sont des espèces qui sont encore cultivées jusqu’à présent, D.

burkilliana est une espèce introduite qui n’est plus du tout cultivée mais qui est devenue

spontanée dans la végétation des jachères de la région orientale malgache.

2.1.1.3. Données sur la récolte des échantillons Les échantillons étudiés ont été récoltés dans diverses régions de la côte est de

Madagascar, plus particulièrement dans la région de Brickaville, de Vatomandry et de

Vavatenina, ainsi que dans la collection vivante du département de Biologie et écologie

végétales. Chaque échantillon a été numéroté, mis en herbier et déposé à l’herbier du même

département. Le nom des échantillons, les lieux et dates de récolte sont consignés dans le tableau

1 (p. 22). Les photos 1 à 7 (p. 24 à 27) permettent de décrire les échantillons étudiés.

Etude chimique

22

Tableau 28 : Les ignames récoltées dans les régions de la côte est de Madagascar : identification, coordonnées géographiques, date et le lieu de récolte

Numéro et matériels d’étude

Nom scientifique

Nom vernaculaire

Coordonnées géographiques (GPS)

Date de récolte

Lieu de récolte

MT 06 Feuilles

02/03/08et

06/05/08 MT 06

Tubercules

Dioscorea alata

Ovy lalaina

10/11/08

Ankatso

MT 10 Feuilles

02/03/08et

06/05/08

MT 10 Tubercules

Dioscorea alata

Ovy be

10/11/08

Ankatso

MT 229 Feuilles

12/04/08

MT 229 Tubercules

Dioscorea alata

Ovy lalaina 18° 58' 17.3" 048° 45' 39.2" 06/05/08

Antongobato

MT 230 Feuilles

12/04/08

MT 230 Tubercules

Dioscorea alata

Ovy be 18° 58' 17.3" 048° 45' 39.2" 06/05/08

Antongobato

MT 237 Feuilles et tubercules

Dioscorea alata

Ovy be 18° 58' 17.3" 048° 45' 39.2" 06/05/08 Antongobato

M 238T Tubercules

Dioscorea alata

Ovy vazaha 19° 04' 03.3" 048° 54' 44.6" 07/05/08 Ambohi-miarina

MT 244 Feuilles

Dioscorea esculenta

Mavondro 19° 04' 04.4" 048° 54' 43.7" 08/05/08 Ambohi-miarina

MT 247 Tubercules

Dioscorea alata

Ovy lava 19° 04' 30.1" 048° 54' 47.2" 09/05/08 Nierenana

Ambatolampy MT 248

Feuilles et tubercules

Dioscorea alata

Ovy mena 19° 04' 30.1" 048° 54' 47.2" 09/05/08 Nierenana

Ambinanitelo

MT 249 Tubercules

Dioscorea alata

Ovy mena 19° 04' 30.1" 048° 54' 47.2" 09/05/08 Nierenana

Ambinanitelo MT 250 Feuilles

Dioscorea alata

Ovy vazaha 19° 05' 22.3" 048° 53' 28.4" 10/05/08 Nierenana Antobitilo

MT 253 Tubercules

Dioscorea alata

Ovy be 18° 50' 27.6" 047° 33' 34.0" 22/05/08 Lohariandava

MT 255 Tubercules

Dioscorea alata


Etude chimique

23

Tableau 1 : (suite et fin)

Numéro et matériels d’étude

Nom scientifique

Nom vernaculaire

Coordonnées géographiques (GPS)

Date de récolte

Lieu de récolte

MT 256 Feuilles et Tubercules

Dioscorea alata


Tanambe

MT 259 Feuilles

Dioscorea alata

Ovy be 18° 50' 03.6" 048° 47' 10.7" 24/05/08 Fanasana Ambodi-hazoambo

MT 261 Tubercules

Dioscorea burkilliana

Ovy hazo 18° 51' 57.5" 048° 46' 26.6" 25/05/08 Fanasana Ambato-haranana


Dioscorea alata

Ovy lava 18° 51' 56.6" 048° 46' 43.9" 25/05/08 Fanasana Ambato-haranana


Dioscorea alata

Ovy lalaina 18° 51' 22.9" 048° 47' 46.8" 26/05/08 Fanasana

Andohani-maintimbato


Dioscorea esculenta

Mavondro 18° 48' 32.6" 048° 48' 54.8" 27/05/08 Fanasana

Tsarahalana

MT 266 Feuilles

Dioscorea esculenta

Mavondro 18° 46' 50.1" 048° 51' 46.0" 28/05/08 Razanaka

Andrafialahy MT 267

Feuilles et tubercules

Dioscorea alata

Ovy mena 18° 46' 50.1" 048° 51' 46.0" 28/05/08 Razanaka

Andrafialahy


Dioscorea alata

Ovy lalaina 18° 47' 54.4" 048° 52' 02.7" 29/05/08 Razanaka Andohani-

safary MT 273

Tubercules Dioscorea

alata Ovy voay 18° 43' 05.7" 048° 59' 56.3" 30/05/08 Anivorano


Dioscorea alata

Ovy be 18° 43' 07.1" 048° 59' 58.0" 30/05/08 Anivorano

MT 275 Tubercules

Dioscorea alata

Ovy lohandambo

18° 43' 07.1" 048° 59' 58.0" 30/05/08 Anivorano


Dioscorea esculenta

Mavondro 17° 31' 14.9" 049° 10' 57.7" 19/06/08 Vavatenina Tanamarina Forongolo

MT 280 Feuilles

Dioscorea alata

Ovy lava 17° 30' 53.2" 049° 10' 34.2" 19/06/08

Vavatenina Tanamarina Tanambe Andasibe


Dioscorea alata

Ovy lalaina 17° 31' 09.4" 049° 11' 38.0" 19/06/08 Vavatenina Tanamarina

Etude chimique

24

(1)

(2)

(3)

Photo 11 : Dioscorea alata « ovy lalaina » : (1) Tubercule - (2) Corme - (3) Feuilles

Etude chimique

25

(1)

(2)

(3)

Photo 12 : Dioscorea alata « ovy be » : (1) Tubercules - (2) Corme - (3) Feuille

(1)

(2)

Photo 13 : Dioscorea alata « ovy vazaha » : (1) Tubercule - (2) Corme

Etude chimique

26

(1)

(2)

(3)

Photo 14 : Dioscorea alata « ovy lava » : (1) Tubercule - (2) Tubercule tranché - (3) Feuille

Photo 15 : Dioscorea alata « ovy voay » : Tubercule

Etude chimique

27

(1)

(2)

Photo 16 : Dioscorea esculenta ou « mavondro » : (1) Tubercules - (2) Feuilles

Photo 17 : Dioscorea burkilliana ou « ovy hazo » : Tubercule

Etude chimique

28

2.1.2. LES PRODUITS CHIMIQUES Les produits chimiques utilisés sont essentiellement de marque PROLABO, LABOSI ou

MERCK, et de qualité pour analyse.

2.2. METHODES 2.2.1. PREPARATION ET CONSERVATION DES MATERIELS D’ETUDE Le corme est enlevé pour être remis en terre au campus universitaire, dans la collection

vivante du département de Biologie et écologie végétale.

Deux modes de conservation sont utilisés : la conservation par congélation et la

conservation à la température ambiante après transformation en matériel sec, sous forme de

poudre ou de farine.

2.2.1.1. Conservation des matériels frais Une partie des feuilles et des tubercules des ignames fraîches est conservée après nettoyage

au congélateur à −20°C afin de disposer de matériels frais pour les études analytiques et

biologiques ultérieures.

2.2.1.2. Préparation et conservation des matériels secs Après pesage, les feuilles et les tubercules tranchés en cossette sont séchés à l’ombre

pendant 5 à 6 jours. Les matériels végétaux secs sont pesés puis réduits en poudre par une série

de broyages à l’aide d’un mixer (Blender, Robot coupe GT 550), alternée avec une série de

tamisages. Les différentes poudres de feuilles et farines de tubercules ainsi obtenues sont

conservées dans des bocaux hermétiques à la température ambiante.

2.2.2. METHODES DE PREPARATION DES EXTRAITS BRUTS 2.2.2.1. Extraction à froid La poudre de feuilles ou la farine de tubercules (10 g) est délayée dans le solvant

d’extraction (eau distillée ou mélange hydroéthanolique 75%) selon le rapport 1/10 (p/v), c’est-à-

dire 1 g de poudre ou de farine dans 10 ml de solvant.

La suspension obtenue est soumise à une agitation magnétique pendant 3 heures à la

température ambiante, puis laissée macérer à +4°C pendant une nuit.

Le macérat est de nouveau soumis à une agitation magnétique pendant 30 min à la

température ambiante, puis filtré sur quatre épaisseurs de gaze pour éliminer le marc.

Etude chimique

29

Le filtrat est centrifugé (centrifugeuse Jouan, TH 12), à 10 000 tours/min pendant 30 min.

Le culot est éliminé tandis que le surnageant est recueilli et est réduit par évaporation sous

pression réduite, selon la méthode de concentration décrite au paragraphe 2.2.3. ci-dessous,

jusqu’au rapport 1/1 (p/v), ou 1 ml d’extrait pour 1 g de poudre de feuilles ou de farine de

tubercules.

Le précipité formé au cours de l’opération de concentration est éliminé par une deuxième

centrifugation (centrifugeuse Bremse, T52) à 12 000 tours/min pendant 15 min. Le volume du

surnageant est enfin ajusté avec de l’eau distillée pour avoir le rapport final 1/1 (p/v).

Deux types d’extraits bruts sont ainsi obtenus : les extraits bruts aqueux (Ebaq) et les

extraits hydroalcooliques (Eha).

2.2.2.2. Extraction à chaud La poudre de feuilles ou la farine de tubercules (10 g) est délayée dans le solvant

d’extraction (eau distillée), selon le rapport 1/20 (p/v), c’est-à-dire 1 g de poudre ou de farine

pour 20 ml de solvant. La suspension ainsi obtenue est soumise à un chauffage à reflux à 80°C

pendant 3 heures sous agitation magnétique, et après refroidissement à la température ambiante,

le décocté est laissé macérer à +4°C pendant une nuit au réfrigérateur.

La suite des opérations lors des extractions à froid est reprise jusqu’à l’obtention des

extraits bruts aqueux à chaud (Ebac).

Après chaque extraction, les caractéristiques des extraits sont notées puis ils sont conservés

au congélateur à −20°C jusqu’à leur utilisation lors des études biologiques.

2.2.3. METHODES DE CONCENTRATION Toutes les opérations de réduction de volume et d’évaporation de solvants sont effectuées

au moyen d’un évaporateur rotatif (Büchi, modèle R 110). La température est réglée à 50-55°C,

et la pression est réduite à l’aide d’une pompe à vide.

2.2.4. METHODES ANALYTIQUES 2.2.4.1. Méthodes de détection des grandes familles chimiques Les méthodes utilisées sont celles qui ont été mises au point par différents chercheurs

(FONG et coll., 1977 ; DALTON, 1979 ; CORDELL, 1981 ; HEMINGWAY et KARCHESY,

1989 ; NOHARA, 1989 et AL-YAHYA, 1986).

Etude chimique

30

2.2.4.1.1. Les alcaloïdes La détection est basée sur la capacité des alcaloïdes à se combiner avec les hydrates de

métaux lourds tels que le bismuth, le mercure, le tungstène et l'iode.

La poudre de feuilles ou la farine de tubercules (1 g) est macérée dans 10 ml d’acide

chlorhydrique (HCl) 12% pendant 30 min. L’extrait acide obtenu est filtré sur papier filtre, et le

filtrat est réparti dans quatre tubes à essai dont le 1er sert de témoin.

Cinq gouttes de chacun des réactifs de MAYER, WAGNER et DRAGENDORFF sont

ajoutées respectivement dans les 2ème, 3ème et 4ème tubes.

Les résultats sont appréciés selon qu’il y a apparition de trouble, de floculation ou de

précipité après ajout de chaque réactif dans les différents tubes. La norme utilisée pour

l’expression de ces résultats est résumée dans le tableau 2 ci-dessous.

Tableau 29 : Norme utilisée pour exprimer les résultats des tests de détection des alcaloïdes

OBSERVATION RESULTAT

Absence de trouble, de floculation et de précipité

−

Apparition de légers troubles ou de troubles opaques

+

Présence de floculation ++

Présence de floculation abondante ou de précipité

+++

Les compositions des réactifs de MAYER, WAGNER et DRAGENDORFF sont données

en annexe 7.

2.2.4.1.2. Les flavonoïdes et les leucoanthocyanes Un extrait hydroalcoolique est préparé en macérant 1 g de poudre de feuilles ou de farine

de tubercules dans 10 ml de mélange hydroéthanolique 80% pendant une nuit.

Après filtration, quatre tubes contenant chacun 0,5 ml d’extrait alcoolique sont préparés,

dont un sert de témoin et trois pour les tests.

Etude chimique

31

2.2.4.1.2.1. Les flavonoïdes

a) Test de WILSTATER ou test à la cyanidine Le test est dit à la cyanidine car en présence d'acide concentré et de magnésium, les

composés flavoniques sont réduits, et le produit de réduction conduit à des anthocyanidines de

couleur rouge. La réaction chimique typique est présentée en annexe 8.

A l’extrait alcoolique du 2ème tube sont additionnés 0,5 ml de HCl 2N et deux tournures de

magnésium. Le changement de coloration est observé après 10 min.

Le virage au rouge traduit la présence de flavones, au rouge pourpre, celle des flavonols, et

au rouge violacé, celle des flavanones et flavanols.

b) Test de WILSTATER modifié Le 3ème tube reçoit les mêmes ingrédients que le 2ème tube, plus 1ml d’eau distillée et 1ml

d’alcool isoamylique. Le changement de coloration de la phase supérieure est noté et les résultats

sont appréciés de la même manière que dans le test précédent.

2.2.4.1.2.2. Les leucoanthocyanes : test de BATE-SMITH A l’extrait alcoolique du 4ème tube est additionné de 0,5 ml de HCl 12N, puis le tube est

placé dans un bain-marie bouillant pendant 30 min. Après refroidissement, une coloration rouge

violacé indique la présence de leucoanthocyanes.

2.2.4.1.3. Les tannins et les polyphénols La détection des tannins est basée sur leur capacité de précipiter des protéines comme la

gélatine.

La poudre de feuilles ou la farine de tubercules (1 g) est macérée dans 20 ml d’eau distillée

chaude pendant une nuit. Après filtration, quatre tubes contenant chacun 0,5 ml d’extrait aqueux

sont préparés : le premier sert de témoin tandis que les trois autres sont utilisés pour la détection

et l’identification des tannins et des composés polyphénoliques autres que les tannins.

2.2.4.1.3.1. Test à la gélatine 1% Quatre gouttes de gélatine aqueuse 1% sont additionnées dans le 2ème tube.

La formation d’un précipité blanc indique la présence de tannins hydrolysables de type

pyrogallique dans l’extrait testé.

Etude chimique

32

2.2.4.1.3.2. Test à la gélatine salée Quatre gouttes de gélatine salée (gélatine aqueuse 1% additionné de NaCl 10%) sont

additionnées dans le 3ème tube.

La formation d’un précipité indique la présence de tannins condensés de type catéchique.

2.2.4.1.3.3. Test au chlorure ferrique Quatre gouttes de chlorure ferrique (FeCl3) 10% en solution méthanolique sont

additionnées dans le 4ème tube.

L’apparition d’une coloration bleu-vert indique la présence de tannins de type catéchols et

la couleur noir-bleuâtre est due aux tannins de type pyrogallols.

Dans le cas où les tests à la gélatine et à la gélatine salée sont négatifs, l’apparition d’une

coloration verte ou bleu-noir lors de ce test au FeCl3 indique la présence de composés

polyphénoliques autres que les tannins, dans l’extrait testé.

2.2.4.1.4. Les triterpènes et les stéroïdes La poudre de feuilles ou la farine de tubercules (1 g) est macérée dans 10 ml de

chloroforme (CHCl3) pendant une nuit. Après agitation suivie de filtration, trois tubes à essai

contenant chacun 0,5 ml d’extrait chloroformique sont préparés. Le 1er tube sert de témoin tandis

que les deux autres sont utilisés pour la détection des triterpènes et des stéroïdes.

2.2.4.1.4.1. Test de LIEBERMANN-BURCHARD A l’extrait du 2ème tube sont additionnées 2 gouttes d’anhydride acétique, puis après

agitation, 2 gouttes d’acide sulfurique (H2SO4) 36N.

Après 1h, les résultats sont appréciés selon le changement de couleur observé au niveau de

l’interface. La coloration bleu-vert indique la présence de stéroïdes, tandis que la coloration

rouge, violette ou rose, indique celle des triterpènes.

2.2.4.1.4.2. Test de SALKOWSKI Dans le 3ème tube, 0,5 ml de H2SO4 36N est ajouté en inclinant le tube. L’apparition d’un

anneau rouge au niveau de l’interface indique la présence de stérols insaturés.

Etude chimique

33

2.2.4.1.5. Les saponines La poudre de feuilles ou la farine de tubercules (1 g) est macérée dans 10 ml d’eau distillée

pendant une nuit. Après agitation vigoureuse pendant 30 s, l’apparition d’une mousse de 3 cm de

hauteur, persistant pendant 30 min, indique la présence de saponines dans l’extrait.

2.2.4.1.6. Les composés cyanogénétiques Dans un tube à essai, 3 g de matériel végétal frais sont mouillés avec quelques gouttes de

chloroforme (CHCl3). Une bandelette de papier filtre imprégnée de picrate de sodium est insérée

à l’ouverture du tube à l’aide d’un coton cardé ou de son couvercle sans toucher le matériel

végétal, puis le tube est placé au bain-marie à 35°C pendant 3 heures.

Un virage au rouge de la bandelette indique la présence des composés cyanogénétiques par

production d’acide cyanhydrique (HCN).

2.2.4.1.7. Les désoxyoses : test de KELLER-KILIANI

La poudre de feuilles ou la farine de tubercules (1 g) est macérée dans 10 ml d’eau distillée

pendant une nuit.

Après filtration, 0,5 ml d’extrait aqueux est prélevé, auquel 0,5 ml de solution de FeCl3

10% et 0,5 ml d’acide acétique glacial sont additionnés. Après une brève agitation, 1 ml de

H2SO4 2N est versé doucement dans le mélange en inclinant le tube.

L’apparition d’un anneau pourpre ou rouge à l’interface indique la présence de désoxyoses.

2.2.4.1.8. Les irridoïdes La poudre de feuilles ou la farine de tubercules (1 g) est macérée dans 10 ml d’eau distillée

pendant une nuit. 0,5 ml d’extrait aqueux est additionné de quelques gouttes de HCl 12N. La

solution acide obtenue est chauffée au bain-marie bouillant pendant 30 min.

Après refroidissement, l’apparition d’une coloration bleue indique la présence d’irridoïdes.

2.2.4.2. Méthodes de dosage des facteurs antinutritionnels Faute de matériels, seuls les oxalates et le phytate dans les feuilles et les tubercules des

ignames étudiées ont été dosés.

La méthode utilisée est la manganimétrie. Il s’agit d’un dosage redox qui comprend

l'ensemble des dosages pouvant être réalisés au moyen des solutions titrées de permanganate de

potassium (KMnO4).

Etude chimique

34

Le principe est le suivant : en milieu acide à chaud et en présence d'un réducteur

convenable, le permanganate se réduit en donnant naissance à un sel manganeux.

Le permanganate est son propre indicateur de fin de réaction car il est coloré tandis que les

produits de la réaction sont incolores.

2.2.4.2.1. Les oxalates La méthode comporte 3 étapes :

- l’extraction des oxalates ;

- la précipitation des oxalates ;

- la titration des ions oxalates.

2.2.4.2.1.1. Extraction des oxalates Deux types d’extrait sont préparés, à savoir : l’extrait aqueux pour les oxalates solubles et

l’extrait acide pour les oxalates totaux, c'est-à-dire solubles et insolubles.

Ainsi, la poudre de feuilles ou la farine de tubercules (1 g) est délayée dans 10 ml d’eau

distillée ou 10 ml de H2SO4 2N. La suspension obtenue est soumise à une agitation magnétique

pendant 3 heures à la température ambiante, puis laissée macérer à +4°C pendant une nuit.

Le macérat est ensuite filtré puis centrifugé à 10 000 tours/min pendant 30 min. Un

surnageant homogène est obtenu et son pH est neutralisé avec de la soude (NaOH) 0,5N et le

volume final est noté.

2.2.4.2.1.2. Précipitation des oxalates Une solution de chlorure de calcium (CaCl2) 1M est ajoutée en excès dans le surnageant

précédemment neutralisé. Le mélange est soumis à une agitation à la température de 70°C

jusqu’à la formation de précipités dits précipités totaux.

Une solution d’acide acétique (CH3COOH) 1M est ensuite ajoutée volume à volume (v/v)

à la solution contenant les précipités totaux. La persistance de précipités indique la présence

d’oxalate de calcium dans le mélange obtenu.

Le mélange est ensuite centrifugé à 12 000 tours/min pendant 10 min et le culot contenant

les oxalates de calcium est récupéré.

Etude chimique

35

2.2.4.2.1.3. Titration des ions oxalates Les sels calciques libèrent les ions oxalates en présence de H2SO4. La titration consiste en

la détermination du volume de la solution de KMnO4 nécessaire pour doser les ions oxalates

libres dans la solution titrée.

Après 3 lavages avec de l’eau chaude, le culot est pesé puis repris dans une solution de

H2SO4 2N jusqu’à sa solubilisation.

Le volume de H2SO4 2N dans lequel le précipité d’oxalate de calcium a été dissous est

noté, puis un volume de 1 ml du mélange est titré avec du KMnO4 0,005N. Le volume de la

solution de KMnO4 nécessaire pour faire virer la solution dosée en rose est noté.

Il est à noter que la solution de KMnO4 doit être étalonnée avant la titration car elle subit

une réduction permanente avec l’oxygène de l’air. Ceci implique une perte de masse, et par

concéquent une variation de la concentration.

2.2.4.2.1.4. Expression des résultats

a) Etalonnage de la solution de KMnO4

L’étalonnage de la solution de KMnO4 est effectué avec une gamme de concentrations de

solution d’acide oxalique (C2O4H2, 2H2O). A 1 ml de solution d’acide oxalique de concentration

connue est ajouté 1 ml de H2SO4 2N. En utilisant une plaque chauffante magnétique réglée à

70°C environ, le mélange est titré avec la solution de KMnO4 dont la concentration est à

déterminer à partir de la relation suivante :

5 C1V1 = 2 C2V2

Avec C1 : concentration de la solution de KMnO4 ;

V1 : volume de la solution de KMnO4 ;

C2 : concentration de la solution d’acide oxalique ;

V2 : volume de la solution d’acide oxalique.

Ainsi, la concentration de la solution de KMnO4 est donnée par la formule suivante :

2 C2 V2 C1=

5 V1

Etude chimique

36

b) Détermination des concentrations en oxalate Pour la détermination des concentrations en oxalates des solutions titrées obtenues à partir

des deux extraits (aqueux et acide), on utilise la même relation que précédemment, et on a :

5 C1 V1 C2 =

5 V2

Avec C1 : concentration de la solution de KMnO4 ;


C2 : concentration en oxalates de la solution titrée ;

V2 : volume de la solution titrée.

c) Détermination des teneurs en oxalates

Le nombre de moles ainsi que la masse d’oxalates sous forme d’oxalate de calcium

monohydraté (CaC2O4, H2O) sont déduits de la concentration en oxalates des solutions titrées.

Les résultats sont exprimés en mg d’oxalate par 100 g de poids frais en utilisant la relation

donnant la teneur en matière sèche suivante :

PS x 100 TMS =

Pf

Avec TMS : teneur en matière sèche en % ;

Pf : poids de matériel végétal frais en g ;

PS : poids de matériel végétal sec en g.

La teneur en oxalate total est obtenue à partir de l’extraction acide, et la teneur en oxalate

soluble, à partir de l’extraction aqueuse. La différence entre les deux donne la teneur en oxalate

insoluble selon la formule suivante :

T i = Tt – Ts

Avec Ti : Teneur en oxalate insoluble en mg d’oxalate par 100 g de poids frais ;

Tt : Teneur en oxalate total en mg d’oxalate par 100 g de poids frais ;

Ts : Teneur en oxalate soluble en mg d’oxalate par 100 g de poids frais.

Etude chimique

37

2.2.4.2.2. Le phytate (MOKOWER, 1969 ; WHEELER et FERREL, 1971) La méthode comporte 4 étapes, à savoir :

- l’extraction de l’acide phytique ;

- la précipitation du phytate ferrique ;

- l’obtention de l’hydroxyde ferrique ;

- la titration des ions ferreux.

2.2.4.2.2.1. Extraction de l’acide phytique La poudre de feuilles ou la farine de tubercules (1 g) est délayée dans 15 ml de HCl 0,5N.

Le mélange est chauffé au bain-marie de 60°C pendant 10 min, puis agité pendant 4 heures pour

bien extraire les acides phytiques. Après centrifugation à 17 300xg pendant 30 min, le

surnageant est récupéré et le pH est ajusté à 2 avec de la soude (NaOH) 0,5N. Le volume final du

surnageant est noté.

2.2.4.2.2.2. Précipitation du phytate ferrique Cette étape est basée sur la capacité de l’acide phytique à former un précipité de phytate

ferrique en milieu acide.

Un volume de 2 ml de surnageant est prélevé dans un tube à essai, puis ramené à 3,6 ml

avec de l’eau distillée. Une solution de 0,5 ml de FeCl3 y est par la suite additionnée et le

mélange est porté à ébullition pendant 30 min.

Des précipités de phytate ferrrique se forment et après refroidissement et centrifugation à

3 000xg pendant 10 min, le culot est récupéré puis subit deux lavages avec du HCl 0,1N par

centrifugation à 3 000xg pendant 10 min.

2.2.4.2.2.3. Obtention de l’hydroxyde ferrique En présence de NaOH, le phytate ferrique libère les ions ferriques qui vont s’associer avec

les ions hydroxydes pour former des hydroxydes ferriques (Fe(OH)3).

Afin de dissocier les phytates ferriques, le culot précédemment lavé est repris dans 2 ml de

NaOH 0,6N et 2 ml d’eau distillée, puis le mélange est porté à ébullition pendant 40 min.

Après refroidissement et centrifugation à 3 000xg pendant 10 min, le culot contenant les

hydroxydes ferriques est récupéré.

Etude chimique

38

2.2.4.2.2.4. Titration des ions ferreux En milieu acide, l’hydroxyde ferrique libère les ions ferriques qui sont réduits en ions

ferreux en présence de zinc. La titration proprement dite consiste en la détermination du volume

de solution de KMnO4 nécessaire pour doser les ions ferreux libres dans la solution titrée.

Les hydroxydes ferriques obtenus sont d’abord dissociés par du HCl 6N. Les ions ferriques

libérés sont réduits en ions ferreux avec des pastilles de zinc, et l’excès de HCl est évaporé par

chauffage au bain-marie à 60°C pendant 1 heure.

La solution contenant les ions ferreux libres est titrée avec du KMnO4 0,0176N en utilisant

une plaque chauffante magnétique réglée à 70°C environ afin de maintenir les réactions

chimiques à chaud.

Le volume de KMnO4 nécessaire pour faire virer irréversiblement en rose la coloration de

la solution titrée, est noté.

2.2.4.2.2.5. Expression des résultats

2.2.4.2.2.5.1. Détermination de la teneur en fer L’étalonnage de la solution de KMnO4 est effectuée selon la méthode décrite au

paragraphe 2.2.5.2.1.4. (p. 35).

La titration des ions ferreux libres permet de déterminer la teneur en fer dans la solution

dosée. Elle est obtenue par la formule suivante :

5 C1 V1 = C2 V2

Avec C1 : concentration de la solution de KMnO4 à 0,0176N ;


C2 : concentration de la solution ferreuse ;

V2 : volume de la solution ferreuse.

2.2.4.2.2.5.2. Détermination de la teneur en phosphore phytique Selon la valeur de la constante moléculaire 4Fe / 6P , 4 moles de fer se fixent sur 6 moles

de phosphore dans une molécule de phytate lors de la formation de phytate ferrique. La quantité

de phosphore phytique qui est exprimée en mg par 100 g de poids sec, est ainsi déterminée par la

formule suivante :

Etude chimique

39

1,5 . QFe PP =

M . 100

Avec PP : phosphore phytique en mg par 100 g de poids sec ;

QFe : quantité de fer en mg ;

m : masse en mg de la prise d’essai.

2.2.4.2.2.5.3. Détermination de la teneur en phytate La teneur en phytate en mg par 100 g de poids sec est obtenue en multipliant la quantité de

phosphore phytique par le coefficient de conversion 1/0,0282 ou 3,54, comme indiqué dans la

formule suivante :

Phytate = PP x 3,54

Avec Phytate en mg de par 100 g de poids sec

PP : phosphore phytique en mg de par 100 g de poids sec ;

Etude chimique

40

3. RESULTATS 3.1. FORME DES MATERIELS D’ETUDE

Les matériels d’étude secs sont utilisés sous forme de poudre de feuilles et de farine de

tubercules. Leurs méthodes de préparation sont décrites au paragraphe 2.2.1.2. (p. 28).

La photo 8 ci-dessous montre les farines de tubercules des ignames étudiées.

(1a)

(1b)

(1c)

(1d)

(1e)

(1f)

(1g)

(2)

(3)

Photo 18 : Farine de tubercules de :

- (1) Dioscorea alata [(a) « ovy lalaina » (MT 263) - (b) « ovy mena » (MT 248) - (c)

« ovy be » (MT 237) - (d) « ovy vazaha » (MT 238) - (e) « ovy lava »

(MT 262) - (f) « ovy voay » (MT 273) - (g) « ovy lohandambo » (MT 275)]

- (2) Dioscorea esculenta ou « mavondro » (MT 277)

- (3) Dioscorea burkilliana ou « ovy hazo » (MT 261)

Etude chimique

41

3.2. LES EXTRAITS BRUTS

Selon les méthodes décrites au paragraphe 2.2.2. (p. 28), deux types d’extraits bruts ont été

préparés, à savoir :

- les extraits à froid c'est-à-dire les extraits bruts aqueux (Ebaq) et les extraits

hydroalcooliques (Eha).

- les extraits bruts aqueux à chaud (Ebac).

Pour chaque méthode, l’extraction a été réalisée avec 10g de poudre de feuille et/ou de

farine de tubercule dans 100 ml de solvant, puis le volume de l’extrait est ajusté à 10 ml. Afin de

disposer de matériel d’étude sec pour les études analytiques, les extractions sont effectuées avec

seulement les échantillons disponibles en quantités suffisantes.

Le tableau 3 (p. 42) récapitule quelques caractéristiques des extraits de poudre de feuilles

et le tableau 4 (p. 43) résume ceux des extraits de farine de tubercules.

Les échantillons appartenant à la même espèce ou à la même forme c'est-à-dire ayant le

même nom vernaculaire ont les mêmes caractéristiques, d’où leur présentation commune dans

les résultats.

Les extraits de poudre de feuilles d’igname sont en général fades ou insipides, sauf ceux de

la poudre les feuilles de D. alata « ovy be » qui sont légèrement amers, rappelant le goût des

feuilles de brède morelle ou « anamamy ». Ils ont un aspect limpide et leur odeur rappelle plus

ou moins celle des feuilles de manioc broyées ou « ravintoto » en malgache, surtout pour les

feuilles de D. esculenta.

Parmi leurs caractéristiques, citons le léger parfum des extraits de farine de tubercules, qui

rappelle celui du taro, en particulier pour les extraits de D. esculenta et de D. alata « ovy mena »

et celui de la patate douce pour D. alata « ovy lalaina ».

Etude chimique

42

Tableau 30 : Caractéristiques des extraits de poudre de feuilles

Caractéristiques Nom vernaculaire et

scientifique Type d’extrait

Goût Aspect Couleur

Ebaq Fade Limpide Marron

Eha Fade Limpide Marron Ovy lalaina (D. alata)

Ebac Fade Limpide Marron


Eha Fade Limpide Marron Ovy mena (D. alata)

Ebac nd nd nd

Ebaq Légèrement amer Limpide Marron

Eha Légèrement amer Limpide Marron Ovy be

(D. alata)

Ebac nd nd nd


Eha nd nd nd Ovy vazaha (D. alata)

Ebac nd nd nd


Eha Fade Limpide Marron Ovy lava (D. alata)

Ebac nd nd nd

Ebaq Fade Limpide Vert foncé

Eha Fade Limpide Vert foncé Mavondro

(D. esculenta)

Ebac Fade Limpide marron

Ebaq : extrait brut aqueux

Eha : extrait hydroalcoolique

Ebac : extrait brut aqueux à chaud

nd : non déterminé (extraction non effectuée)

Etude chimique

43

Tableau 31 : Caractéristiques des extraits de farine de tubercules

Caractéristiques Nom vernaculaire et

scientifique

Type d’extrait Goût Aspect Couleur

Ebaq Fade Très visqueux Violet

Eha Fade Limpide Violet Ovy lalaina (D. alata)

Ebac Sucré Très visqueux Violet

Ebaq Fade Limpide Beige clair

Eha Fade Limpide Beige clair Ovy mena (D. alata)

Ebac nd nd nd

Ebaq Fade Limpide Beige

Eha Fade Limpide Beige Ovy be

(D. alata) Ebac Légèrement sucré Limpide Marron clair

Ebaq Fade Limpide Beige clair

Eha Fade Limpide Beige clair Ovy vazaha (D. alata)

Ebac Légèrement sucré Limpide Jaune


Eha Fade Limpide Beige Ovy lava (D. alata)


Ebaq Fade Limpide Jaune

Eha Fade Limpide Jaune Ovy voay (D. alata)



Eha Fade Limpide Beige Ovy

lohandambo (D. alata)

Ebac Fade Limpide Marron clair

Ebaq Très légèrement amer Très visqueux Beige clair

Eha Fade Visqueux Beige clair Mavondro

(D. esculenta) Ebac Sucré Très visqueux Jaune

Ebaq Fade Limpide Marron clair

Eha nd nd nd Ovy hazo

(D. burkilliana) Ebac nd nd nd



Ebac : extrait brut aqueux à chaud

nd : non déterminé (extraction non effectuée)

Etude chimique

44

3.3. COMPOSITION CHIMIQUE DES FEUILLES ET TUBERCULES

3.3.1. LES FAMILLES CHIMIQUES Le criblage phytochimique des poudres de feuilles et des farines de tubercules est effectué

selon les méthodes décrites au paragraphe 2.2.4.1. (p. 29). Les familles chimiques recherchées

sont les alcaloïdes, les flavonoïdes et les leucoanthocyanes, les saponines, les tannins et les

polyphénols, les stéroïdes et les triterpènes, les désoxyoses, les irridoïdes et enfin les composés

cyanogénétiques.

3.3.1.1. Criblage phytochimique des feuilles Les résultats du criblage phytochimique des feuilles sont récapitulés dans les tableaux 5 à 8

(p. 45 à 48).

Ces résultats montrent que les feuilles des ignames étudiées ne renferment ni alcaloïde, ni

flavonoïde, ni saponine, ni triterpène, ni stérol insaturé, ni désoxyose, ni irridoïde.

Seuls deux représentants de D. alata « ovy lalaina » (MT 06 et MT 229) et trois de

D. esculenta (MT 244, MT 264 et MT 266) renferment des leucoanthocyanes.

Concernant les composés polyphénoliques, seuls deux représentants de D. alata « ovy be »

(MT 10 et MT 230) renferment des tannins condensés, tandis que les autres contiennent des

composés polyphénoliques autres que les tannins.

Le test de LIEBERMANN-BURCHARD a indiqué la présence de stéroïdes dans tous les

échantillons de feuilles étudiés.

Enfin, concernant les composés cyanogénétiques, tous les représentants de D. alata « ovy

mena » et « ovy be », ainsi que ceux de D. esculenta, en contiennent.

Etude chimique

45

Tableau 32 : Résultats du criblage phytochimique des feuilles de « ovy lalaina » et « ovy mena »

(Dioscorea alata)

Dioscorea alata

Ovy lalaina Ovy mena FAMILLES CHIMIQUES

TESTS MT 06

MT 229

MT 263

MT 269

MT 281

MT 248

MT 267

WAGNER - - - - - - -

DRAGENDORFF - - - - - - - Alcaloïdes

MAYER - - - - - - -

WILSTATER - - - - - - -

Flavonoïdes WILSTATER modifié

- - - - - - -

Leucoanthocyanes BATE-SMITH + + - - - - -

Saponines Indice de mousse - - - - - - -

Tannins hydrolysables Gélatine 1% - - - - - - -

Tannins condensés Gélatine salée - - - - - - -

Composés polyphénoliques

Chlorure ferrique + + + + + + +

Stéroïdes LIEBERMANN-BURCHARD + + + + + + +

Triterpènes LIEBERMANN-BURCHARD

- - - - - - -

Stérols insaturés SALKOWSKI - - - - - - -

Désoxyoses KELLER-KILIANI

- - - - - - -

Irridoïdes - - - - - - -

Composés cyanogénétiques

- - - - - + +

(-) : test de détection négatif

(+) : test de détection positif

Etude chimique

46

Tableau 33 : Résultats du criblage phytochimique des feuilles de « ovy be » (Dioscorea alata)

Dioscorea alata

Ovy be FAMILLES CHIMIQUES

TESTS

MT 10

MT 230

MT 237

MT 256

MT 259

MT 274

WAGNER - - - - - -

DRAGENDORFF - - - - - - Alcaloïdes

MAYER - - - - - -

WILSTATER - - - - - -


- - - - - -

Leucoanthocyanes BATE-SMITH - - - - - -

Saponines Indice de mousse - - - - - -

Tannins hydrolysables Gélatine 1% - - - - - -

Tannins condensés Gélatine salée + + - - - -


Chlorure ferrique C C + + + +

Stéroïdes LIEBERMANN-BURCHARD + + + + + +


- - - - - -

Stérols insaturés SALKOWSKI - - - - - -

Désoxyoses KELLER-KILIANI - - - - - -

Irridoïdes - - - - - -


+ + + + + +



C : présence de tannins de type catéchols

Etude chimique

47

Tableau 34 : Résultats du criblage phytochimique des feuilles de « ovy vazaha » et « ovy lava » (Dioscorea alata)

Dioscorea alata

Ovy vazaha Ovy lava FAMILLES

CHIMIQUES TESTS

MT 250 MT 262 MT 280

WAGNER - - -

DRAGENDORFF - - - Alcaloïdes

MAYER - - -

WILSTATER - - -


- - -

Leucoanthocyanes BATE-SMITH - - -

Saponines Indice de mousse - - -

Tannins hydrolysables Gélatine 1% - - -

Tannins condensés Gélatine salée - - -


Chlorure ferrique + + +

Stéroïdes LIEBERMANN-BURCHARD + + +


- - -

Stérols insaturés SALKOWSKI - - -

Désoxyoses KELLER-KILIANI - - -

Irridoïdes - - -


- - -



Etude chimique

48

Tableau 35 : Résultats du criblage phytochimique des feuilles de « mavondro » (Dioscorea esculenta)

Dioscorea esculenta

Mavondro FAMILLES CHIMIQUES

TESTS MT 244

MT 264

MT 266

MT 277

WAGNER - - - -

DRAGENDORFF - - - - Alcaloïdes

MAYER - - - -

WILSTATER - - - -


- - - -

Leucoanthocyanes BATE-SMITH + + + -

Saponines Indice de mousse - - - -

Tannins hydrolysables Gélatine 1% - - - -

Tannins condensés Gélatine salée - - - -


Chlorure ferrique + + + +

Stéroïdes LIEBERMANN-BURCHARD

+ + + +


- - - -

Stérols insaturés SALKOWSKI - - - -

Désoxyoses KELLER-KILIANI - - - -

Irridoïdes - - - -


+ + + +



Etude chimique

49

3.3.1.2. Criblage phytochimique des tubercules Les résultats de criblage phytochimique des tubercules sont résumés dans les tableaux 9 à

12 (p. 50-53).

1) Ces résultats indiquent la présence d’alcaloïdes dans les tubercules de tous les

échantillons de D. esculenta et de certains représentants de D. alata. C’est le cas de tous les

représentants de « ovy lalaina », de « ovy be » MT 274, de « ovy vazaha », de « ovy lava », de

« ovy voay » et de « ovy lohandambo ».

2) Concernant les composés polyphénoliques, tous les tubercules en renferment. Les

représentants de D. alata à savoir ceux de « ovy lalaina », ceux de « ovy be » (MT 10 et MT

230) et celui de « ovy voay », ainsi que ceux de D. esculenta contiennent de tannins condensés.

D’autres représentants de D. alata à savoir deux « ovy be » (MT 256 et MT 274) et « ovy

lohandambo » renferment de tannins hydrolysables. Pour les deux représentants de D. alata

« ovy lava », l’un (MT 262) renferme de tannins condensés et l’autre (MT 247), de tannins

hydrolysables.

3) Seuls les représentants de D. alata « ovy lalaina » MT 06, MT 229 et MT 263, ceux de

D. alata « ovy mena », et un représentant de D. esculenta MT 277 renferment des

leucoanthocyanes.

4) Les composés triterpéniques ont été détectés dans quelques représentants de D. alata, à

savoir « ovy be » (MT 10, MT 230, MT 237, MT 256 et MT 274), « ovy vazaha », et « ovy

lohandambo » ainsi que dans D. burkilliana. D. alata « ovy lalaina » (MT 229) et D. alata « ovy

be » (MT 256 et MT 274) renferment des stérols insaturés.

5) Concernant les composés cyanogénétiques, tous les tubercules étudiés en renferment,

sauf quelques représentants de D. alata « ovy lalaina » et « ovy be ».

6) Tous les tubercules ne contiennent ni flavonoïde, ni stéroïde, ni saponine, ni désoxyose,

ni irridoïde.

Etude chimique

50

Tableau 36 : Résultats du criblage phytochimique des tubercules de « ovy lalaina » et « ovy mena » (Dioscorea alata)

Dioscorea alata

Ovy lalaina Ovy mena FAMILLES CHIMIQUES

TESTS

MT 06

MT 229

MT 263

MT 269

MT 281

MT 248

MT 249

MT 267

WAGNER + ++ + + ++ - - -

DRAGENDORFF + ++ + + ++ - - - Alcaloïdes

MAYER + ++ + + ++ - - -

WILSTATER - - - - - - - -


- - - - - - - -

Leucoanthocyanes BATE-SMITH + + + - - + + +

Saponines Indice de mousse - - - - - - - -

Tannins hydrolysables

Gélatine 1% - - - - - - - -

Tannins condensés Gélatine salée + + + + + - - -


Chlorure ferrique C C C C C + + +


- - - - - - - -


- - - - - - - -

Stérols insaturés SALKOWSKI - + - - - - - -

Désoxyoses KELLER-KILIANI

- - - - - - - -

Irridoïdes - - - - - - - -


- + + - - + + +


(+) : présence de trouble pour les tests détection des alcaloïdes

test de détection positif pour les autres tests

(++) : présence de floculation lors des tests de détection des alcaloïdes


Etude chimique

51

Tableau 37 : Résultats du criblage phytochimique des tubercules de « ovy be » (Dioscorea alata)

Dioscorea alata

Ovy be FAMILLES CHIMIQUES

TESTS

MT 10

MT 230

MT 237

MT 253

MT 255

MT 256

MT 274

WAGNER - - - - - - -

DRAGENDORFF - - - - - - - Alcaloïdes

MAYER - - - - - - -

WILSTATER - - - - - - -


- - - - - - -

Leucoanthocyanes BATE-SMITH - - - - - - -

Saponines Indice de mousse - - - - - - -


Gélatine 1% - - - - - + +

Tannins condensés Gélatine salée + + - - - - -


Chlorure ferrique C C + + + P P


- - - - - - -

Triterpènes LIEBERMANN-BURCHARD + + + - - + +

Stérols insaturés SALKOWSKI - - - - - + +

Désoxyoses KELLER-KILIANI - - - - - - -

Irridoïdes - - - - - - -


+ + + - - + +




P : présence de tannins de type pyrogallols

Etude chimique

52

Tableau 38 : Résultats du criblage phytochimique des tubercules de « ovy vazaha », « ovy lava », « ovy voay » et « ovy lohandambo » (D. alata)

D. alata

Ovy vazaha

Ovy lava Ovy voay

Ovy lohan-dambo

FAMILLES CHIMIQUES

TESTS

MT 238

MT 247

MT 262

MT 273 MT 275

WAGNER ++ + ++ ++ ++

DRAGENDORFF ++ + ++ ++ ++ Alcaloïdes

MAYER ++ + ++ ++ ++

WILSTATER - - - - -


- - - - -

Leucoanthocyanes BATE-SMITH - - - - -

Saponines Indice de mousse - - - - -


Gélatine 1% - + - - +

Tannins condensés Gélatine salée - - + + -


Chlorure ferrique + P C C P


- - - - -

Triterpènes LIEBERMANN-BURCHARD + - + - +

Stérols insaturés SALKOWSKI - - - - +

Désoxyoses KELLER-KILIANI - - - - -

Irridoïdes - - - - -


+ + + + +

(-) : test de détection négatif C : présence de tannins de type catéchols

(+) : test de détection positif P : présence de tannins de type pyrogallols

Etude chimique

53

Tableau 39 : Résultats du criblage phytochimique des tubercules de « mavondro » (Dioscorea esculenta) et « ovy hazo » (Dioscorea burkilliana)

Dioscorea esculenta

Dioscorea burkilliana

Mavondro Ovy hazo FAMILLES CHIMIQUES

TESTS

MT 264 MT 277 MT 261

WAGNER + + -

DRAGENDORFF + + - Alcaloïdes

MAYER + + -

WILSTATER - - -


- - -

Leucoanthocyanes BATE-SMITH - + -

Saponines Indice de mousse - - -

Tannins hydrolysables Gélatine 1% - - -

Tannins condensés Gélatine salée + + -


Chlorure ferrique C C +


- - -


- - +

Stérols insaturés SALKOWSKI - - -

Désoxyoses KELLER-KILIANI - - -

Irridoïdes - - -


+ + +




3.3.1.3. Récapitulation des résultats du criblage phytochimique des feuilles et des tuberules d’igname

Les résultats de criblage des échantillons étudiés sont récapitulés dans le tableau 13 (p. 54).

Etu

de c

him

iqu

e

54

: Igname représentée par des feuilles

: Igname représentée par des tubercules

: Igname représentée par des feuilles et des tubercules

F : Feuille

T : Tubercule

(-) : absence

(+) : présence

C : présence de tannins condensés

H : présence de tannins hydrolysables

Tableau 40 : Récapitulation des résultats du criblage phytochimique des feuilles et des tubercules des ignames étudiées

Etude chimique

55

3.3.2. TENEURS EN FACTEURS ANTINUTRITIONNELS Les facteurs antinutritionnels dosés dans les feuilles et les tubercules d’igname sont les

oxalates et le phytate.

3.3.2.1. Détermination des teneurs en oxalates Les teneurs en oxalates sont déterminées selon les méthodes décrites au paragraphe

2.2.4.2.1. (p. 34).

Les résultats de l’analyse des feuilles et des tubercules sont présentés respectivement dans

les tableaux 14 ( p. 56) et 15 ( p. 57), puis récapitulés sur la figure 1 (p. 58).

Concernant les feuilles, les teneurs en oxalate total varient entre 122 mg (D. alata « ovy

lalaina » MT 229) et 195 mg (D. alata « ovy lalaina » MT 281) par 100 g de poids frais. Les

teneurs en oxalate soluble varient entre 54 mg (D. alata « ovy lava » MT 280) et 150 mg (D.

alata « ovy lalaina » MT 281) par 100 g de poids frais. Les teneurs en oxalate insoluble varient

de 25 mg (D. alata « ovy lalaina » MT 229) à 84 mg (D. alata « ovy mena » MT 267) par 100 g

de poids frais.

Pour les tubercules, les teneurs en oxalate total se situent entre 46 mg (D. alata « ovy

mena » MT 249) et 180 mg (D. burkilliana ou « ovy hazo » MT 261) par 100 g de poids frais.

Celles en oxalate soluble sont comprises entre 24 mg (D. alata « ovy mena » MT 248) et 92 mg

(D. burkilliana ou « ovy hazo » MT 261), et entre 11 mg (D. alata « ovy mena » MT 249) et

88 mg (D. burkilliana ou « ovy hazo » MT 261) pour les teneurs en oxalate insoluble.

Etude chimique

56

Tableau 41 : Teneurs en oxalates des feuilles d’ignames en mg par 100 g de poids frais

Nom vernaculaire et scientifique Numéro Oxalate total Oxalate soluble Oxalate de calcium

MT 06 163 137 26

MT 229 122 97 25

MT 263 nd nd nd

MT 269 nd nd nd

Ovy lalaina (D. alata)

MT 281 195 150 45

MT 248 nd nd nd Ovy mena (D. alata) MT 267 182 98 84

MT 10 186 136 50

MT 230 149 119 30

MT 237 181 132 49

MT 256 nd nd nd

MT 259 nd nd nd

Ovy be (D. alata)

MT 274 nd nd nd

Ovy vazaha (D. alata) MT 250 nd nd nd

MT 262 nd nd nd Ovy lava (D. alata) MT 280 123 54 69

MT 244 nd nd nd

MT 264 nd nd nd

MT 266 155 122 33

Mavondro (D. esculenta)

MT 277 142 65 77


Etude chimique

57

Tableau 42 : Teneurs en oxalates des tubercules d’ignames en mg par 100 g de poids frais

Nom vernaculaire et scientifique Numéro Oxalate total Oxalate soluble Oxalate de calcium

MT 06 68 52 16

MT 229 81 53 28

MT263 53 41 12

MT269 65 38 27


MT281 78 51 27

MT 248 51 24 27

MT 249 46 35 11 Ovy mena (D. alata)

MT 267 95 70 25

MT 10 142 65 77

MT 230 nd nd nd

MT 237 98 47 51

MT 253 135 66 69

MT 255 nd nd nd

MT 256 166 82 84

Ovy be (D. alata)

MT 274 111 54 57

Ovy vazaha (D. alata) MT 238 83 70 13

MT 247 92 77 15 Ovy lava (D. alata)

MT 262 74 57 17

Ovy voay (D. alata) MT 273 68 40 28

Ovy lohandambo (D. alata)

MT 275 95 52 43

MT 264 nd nd nd Mavondro (D. esculenta) MT 277 132 78 54

Ovy hazo (D. burkilliana)

MT 261 180 92 88


Etude chimique

58

F : Feuille ■ Teneur en oxalate soluble des feuilles d’igname ■ Teneur en oxalate insoluble des feuilles d’igname

T : Tubercule ■ Teneur en oxalate soluble des tubercules d’igname ■ Teneur en oxalate insoluble des tubercules d’igname

Figure 43 : Teneurs en oxalates des feuilles et des tubercules des ignames étudiées

3.3.2.2. Détermination des teneurs en phytate Les teneurs en phytate sont déterminées selon la méthode décrite au paragraphe 2.2.4.2.2.

(p. 37).

Les résultats de l’analyse des feuilles et des tubercules sont présentés respectivement dans

les tableaux 16 (p. 59) et 17 ( p. 60), puis récapitulés sur la figure 2 (p. 61).

Concernant les teneurs en phytate des feuilles, elles varient de 67 mg (D. alata « ovy

lalaina » MT 229) et 116 mg (D. alata « ovy mena » MT 267) par 100 g de poids sec.

Pour les tubercules, les teneurs en phytate varient de 131 mg (D. alata « ovy be » MT 237)

à 362 mg (D. esculenta ou « mavondro » (MT 277) par 100g de poids sec.

Ovylohan-dambo

Ovyhazo

Mavondro

122

6552

92

78

Oxalates en mg/100 g de poids frais

Ovy lalaina Ovy mena Ovy be Ovyvazaha

Ovyvoay

Ovylohan-dambo

Ovy lava

163

97

150

98

136

119132

545253

4138

51

24 35

7065

47

6682

5470

77

57

40

52

-dambo

Ovyhazo

122

92

Oxalate en mg/100g de poids frais

Etude chimique

59

Tableau 44 : Teneurs en phytate des feuilles d’ignames en mg/100 g de poids sec

Nom vernaculaire et scientifique

Numéro Phytate

MT 06 79

MT 229 67

MT 263 nd

MT 269 nd


MT 281 71

MT 248 nd Ovy mena (D. alata)

MT 267 116

MT 10 94

MT 230 85

MT 237 101

MT 256 nd

MT 259 nd

Ovy be (D. alata)

MT 274 nd

Ovy vazaha (D. alata) MT 250 nd

MT 262 nd Ovy lava (D. alata)

MT 280 94

MT 244 nd

MT 264 nd

MT 266 69


MT 277 104


Etude chimique

60

Tableau 45 : Teneurs en phytate des tubercules d’ignames en mg/100 g de poids sec

Nom vernaculaire et scientifique

Numéro Phytate

MT 06 324

MT 229 281

MT 263 247

MT 269 137


MT 281 288

MT 248 225

MT 249 nd Ovy mena (D. alata)

MT 267 nd

MT 10 209

MT 230 nd

MT 237 131

MT 253 263

MT 255 nd

MT 256 187

Ovy be (D. alata)

MT 274 268

Ovy vazaha (D. alata) MT 238 187

MT 247 309 Ovy lava (D. alata)

MT 262 308

Ovy voay (D. alata) MT 273 262

Ovy lohandambo (D. alata)

MT 275 271

MT 264 nd Mavondro

(D. esculenta) MT 277 362


MT 261 187


Etude chimique

61

F : Feuille ■ Teneur en phytate des feuilles d’igname

T : Tubercule ■ Teneur en phytate des tubercules d’igname

Figure 46 : Teneurs en phytate des feuilles et des tubercules des ignames étudiées

4. DISCUSSIONS

Les caractéristiques des extraits de feuille des ignames étudiées sont assez proches de ceux

de certaines « brèdes » dont les brèdes morelles et les feuilles de manioc consommées par les

malagasy, et n’ont révélé aucun caractère dissuadant les consommateurs.

Les caractéristiques de la chair des tubercules diffèrent selon les espèces et/ou les formes,

donnant ainsi des caractéristiques d’extraits assez diversifiés. Les goûts des extraits des farines

varient selon les conditions thermiques d’extraction. En effet, les Ebaq et les Eha sont fades

tandis que les Ebac sont sucrés. Ceci pourrait être dû à l’hydrolyse de l'amidon libérant le sucre

sous l'effet de la cuisson.

Les extraits de farine de D. alata « ovy lalaina » et de D. esculenta sont aussi caractérisés

par leur viscosité. En effet, les tubercules de certaines espèces d’ignames renferment des

substances mucilagineuses qui les rendent glissantes et crémeuses à la cuisson. Pour les ignames

chinoises (D. opposita Thunb. cv. Nagaimo) par exemple, les mucilages sont constitués de 40%

de polysaccharides, 2% de protéine, 24% d’amidon et 3% phosphore et ces polysaccharides sont

composés de mannose, de fructose, de galactose, de xylose et de glucose (HIRONAKA et coll.,

1990). Les mucilages sont considérés comme des produits nutraceutiques protégeant les tissus et

les muqueuses et utilisés comme émollients, antidiarrhéiques et laxatifs.

Les principales familles chimiques trouvées dans les feuilles d’ignames sont les composés

flavoniques, spécifiquement les leucoanthocyanes qui sont présents dans certains représentants

F : FeuilleT : Tubercule

■ Teneur en phytates des feuilles d’ignames■ Teneur en phytates des tubercules d’ignames

79 67116

94 85 10171 94

324281

247137

288225

209

131

263187

268187

309 308262 271

Ovy lalaina Ovy mena Ovy be Ovyvazaha

Ovyvoay

Ovylohan-dambo

Ovy lava

F : Feuille T : Tubercule

69 104

362

Mavondro

271

187

dambo

Ovyhazo

Phytate en mg/100g de poids sec

Etude chimique

62

de D. alata « ovy lalaina » et de D. esculenta, les composés polyphénoliques et les terpénoïdes

dont notamment les stéroïdes, existant dans tous les échantillons, ainsi que les composés

cyanogénétiques particulièrement présents dans les feuilles de D. alata « ovy mena », de D.

alata « ovy be » et de D. esculenta.

Concernant les composés polyphénoliques, deux représentant de D. alata « ovy be »

renferment des tannins condensés.

Les composés présents dans les feuilles ne le sont pas forcément dans les tubercules et

vice-versa.

Plusieurs échantillons de tubercules renferment des alcaloïdes comme un représentant de

D. alata « ovy be » (MT 274), ceux de D. alata « ovy lalaina », de D. alata « ovy lava », de D.

alata « ovy voay », de D. alata « ovy lohandambo » et de D. esculenta. Effectivement, selon les

espèces, les tubercules d’igname peuvent ou non renfermer des alcaloïdes. Des études

analytiques de quelques espèces jamaïcaines dont D. polygonoides et Rajana cordata ainsi que

sept autres variétés cultivées (Dioscorea spp.) ont révélé l’absence d’alcaloïdes dans leur

tubercule (McANUFF et coll., 2005). Selon COURSEY (1967) et NEUWINGER (1996), des

alcaloïdes telles que la dioscorine et la dihydrodioscorine ainsi que d’autres qui sont issus de

l’hydrolyse de la première ont été extraits de certaines espèces d’ignames comme D. dumetorum

et D. alata, mais en quantité moindre. En général, un surdosage avec les alcaloïdes provoque une

incoordination et des agitations. La dioscorine est plus toxique que la dihydrodioscorine et cette

dernière est détruite par la cuisson.

Les leucoanthocyanes sont également présents dans les tubercules comme dans les feuilles

de D. alata « ovy lalaina » MT 06 et MT 229, ainsi que dans les tubercules de MT 263 mais pas

dans les feuilles. Ces composés flavoniques sont aussi présents dans les tubercules de

D. esculenta MT 277, le seul représentant de cette espèce dont les feuilles ne renferment pas ce

type de composé. Les leucoanthocyanes ou proanthocyanidols sont des monomères dérivés du

flavan-3,4-diols ou leucoanthocyanidines précurseurs de la biosynthèse des anthocyanes. Ce sont

des dérivés polyphénoliques aux propriétés antiradicalaires, antiinflammatoires, et antiprotéases.

Les composés polyphénoliques sont présents dans tous les tubercules des ignames étudiées.

Certaines espèces comme D. alata « ovy lalaina », D. alata « ovy voay » et D. esculenta sont

caractérisées par la présence de tannins condensés, d’autres dont deux échantillons de D. alata

« ovy be » renferment de tannins hydrolysables. Pour les tubercules de D. alata ou « ovy lava »,

l’un des représentants renferme de tannins condensés (MT 262) et l’autre (MT 247) de tannins

hydrolysables. Les composés polyphénoliques ont en commun l’aptitude à complexer les

Etude chimique

63

minéraux dont le fer pouvant être à l’origine d’une anémie, ainsi que le zinc et le calcium

contribuant à la décalcification (DERACHE, 1986). En outre, les tannins condensés dans les

plantes comestibles se complexent avec les protéines de la ration alimentaire et inhibent de

manière non spécifique les protéases du tractus digestif (HORIGOME et coll., 1998 ;

MITJAVILA, 1986). Quant aux tannins hydrolysables, ils sont connus pour leur produit de

digestion hépatotoxique appelé pyrogallol.

Les terpénoïdes dans les tubercules sont les triterpènes et les stérols insaturés. Les

triterpènes sont présents dans la plupart des représentants de D. alata « ovy be », un représentant

de D. alata « ovy lava », celui de D. alata « ovy vazaha », de D. alata « ovy lohandambo » et de

D. burkilliana. Les stérols insaturés sont présents dans un représentant de D. alata « ovy

lalaina » (MT 229), dans deux de D. alata « ovy be » (MT 256 et MT 274) et dans D. alata

« ovy lohandambo ». Les terpénoïdes, avec les alcaloïdes et les tannins constituent les principaux

types de composés chimiques des ignames utilisées par l’industrie pharmaceutique.

Enfin, les composés cyanogénétiques sont présents dans les tubercules de D. esculenta, de D.

burkilliana et de D. alata sauf quelques représentants de D. alata « ovy mena » et de D. alata

« ovy be ». Ce sont des composés toxiques rencontrés dans divers organes des plantes comestibles.

En effet, ils libèrent de l’acide cyanhydrique qui affecte le système nerveux (MONTGOMERY,

1980) et est mortel à la dose de 0,5 à 3,5 mg/kg (BRADBURY, 1991). En outre, par le biais des

produits de la métabolisation des cyanures qui donnent des thiocyanates, la présence de ces

composés dans les aliments leur confère un effet antithyroïdien (DERACHE, 1986). En effet, le

thiocyanate est un ion dont la taille est proche de celle de l’iode. Il inhibe compétitivement le

transport actif de celui-ci dans la thyroïde et d’autres tissus, à l’origine d’une augmentation de la

perte rénale de cet ion ainsi qu’une diminution de sa fixation à la tyrosine. La compensation

consiste en une augmentation de l’apport d’iode.

En général, ces résultats sont comparables à ceux des études réalisées par le volet IV

intitulé « Etude des propriétés utiles autres qu’alimentaires des ignames » du projet FADES

(2003 à 2005). En effet, les résultats des criblages des feuilles et des tubercules de D. alata « ovy

be », de D. alata « ovy lalaina », de D. esculenta et de D. burkilliana ont montré certaines

similitudes avec les nôtres surtout pour le criblage des alcaloïdes. Néanmoins, nos résultats sont

différents en ce qui concerne le criblage des saponines quoique les composés pouvant constituer

des génines (triterpènes, stéroïdes et stérols) de l’hétéroside aient été détectés.

En outre, les familles chimiques présentes dans les tubercules des ignames malgaches en

provenance de la côte est de Madagascar sont également détectées dans les tubercules des autres

Etude chimique

64

espèces étrangères. Il s’agit des composés phénoliques et des tannins condensés dosés dans les

tubercules de D. dumetorum (MEDOUA et coll., 2007) et dans ceux des ignames jamaïcaines

(McANUFF et coll., 2005), ainsi que des composés cyanogénétiques dans les tubercules des

ignames népalaises (BHANDARI et KAWABATA, 2004). D’autres composés non détectés dans

nos échantillons sont par contre présents dans les espèces étrangères comme les saponines

présentes dans les tubercules des ignames jamaïcaines (McANUFF et coll., 2005).

En plus de ces composés chimiques, d’autres composés antinutritifs ont été dosés.

Aussi bien dans les feuilles que dans les tubercules, les oxalates sont présents sous forme

soluble et sous forme insoluble alors que pour certaines espèces, seule la fraction soluble est

présente comme dans le cas de Oxalis tuberosa ou oca, igname originaire de la Nouvelle Zélande

analysée par ROSS et coll. (1999).

Les feuilles des ignames étudiées ont des teneurs en oxalates plus élevées par rapport aux

tubercules, mais elles sont tolérables comparées à celle des feuilles du taro ou Colocasia

esculenta (648 mg/100g de poids frais) (DAHLGREN et SAVAGE, 2007).

D’après le tableau 18 ci-dessous, comparées au dosage effectué à partir de poudre de

matériels secs par BHANDARI et KAWABATA (2004) sur les ignames du Népal, les teneurs en

oxalates les moins importantes qui correpondent à celles de D. alata « ovy mena », sont

inférieures à ceux de D. bulbifera, et proches de celle de D. versicolor en ce qui concerne la

teneur en oxalate insoluble. Quant aux valeurs maxima correspondant aux teneurs en oxalates de

D. burkilliana, les teneurs en oxalate total et en oxalate insoluble sont moins importantes que

ceux de D. deltoidea. Enfin, les teneurs en oxalate total des ignames malgaches ayant fait l’objet

de cette étude ont des valeurs comprises entre celles de D. triphylla et de D. deltoidea.

Tableau 47 : Teneurs en oxalates des tubercules de quelques espèces d’ignames népalaises (BHANDARI et KAWABATA, 2004) et malgaches en mg/100 g de poids frais

Espèces Oxalate total Oxalate soluble Oxalate de calcium

D. bulbifera 67±9 44±3 23±6

D. versicolor 70±15 60±9 10±7

D. deltoidea 197±25 85±2 112±25

Ignames népalaises

D. triphylla 104±24 37±2 67±24

D. alata « ovy mena » 46 (MT 249) 24 (MT 248) 11 (MT 249) Ignames malgaches D. burkilliana (MT 261) 180 92 88

Etude chimique

65

Sachant que 2g d’oxalate sont létaux pour l’homme (LIBERT et FRANCESCHI, 1987),

cette quantité peut être atteinte avec plus d’un kilo de tubercules d’igname tel que D. burkilliana

MT 261 ou D. alata « ovy be » MT 256, quantité largement plus que suffisante pour un repas

d’une seule personne sans tenir compte des aliments de complément. Toutefois, les teneurs en

oxalates les plus basses sont assez importantes pour les patients ayant des problèmes de calculs

et dont la consommation d’oxalate ne doit pas dépasser les 50 à 60 mg par jour (MASSEY et

coll., 2001). En effet, les problèmes majeurs causés par les oxalates sont relatifs à l’insolubilité

des sels calciques. D’une part, les formes solubles provoquent la décalcification en complexant

les ions calcium, d’autre part les ions calcium ainsi complexés forment des oxalates insolubles et

occasionnent avec les oxalates de calcium apportés comme tels les problèmes rénaux dont le

principal est le calcul rénal (NOONAN et SAVAGE, 1999).

Contrairement aux oxalates, les teneurs en phytate des feuilles sont moins considérables

que celles des tubercules. Toujours par comparaison avec les teneurs en phytate des ignames du

Népal (BHANDARI et KAWABATA, 2004) montrées dans le tableau 19 ci-dessous, la valeur

minimum qui correspond à celle de D. alata « ovy be » MT 237 est moins importante que celle

de D. bulbifera et la valeur maximum correspondant à celle de D. esculenta (MT 277) est

presque identique à celle de D. deltoidea.

Tableau 48 : Teneurs en phytate des tubercules de quelques espèces d’ignames népalaises (BHANDARI et KAWABATA, 2004) et malgaches en mg/100 g de poids sec

Espèces Phytate

D. bulbifera 184±14

D. versicolor 231±29

D. deltoidea 363±12 Ignames népalaises

D. triphylla 201±14

D. alata ou « ovy be » (MT 237) 131 Ignames malgaches D. esculenta (MT 277) 362

En outre, elles sont comparables à celle de la pomme de terre (269 mg/100 g de poids sec)

(PHILLIPPY et coll., 2004) et du soja (246 mg/100 g de poids sec) (JANG et coll., 2008).

L’acide phytique est un antinutriment à activités polyvalentes affectant simultanément ou

indépendamment la biodisponibilité du calcium, du zinc et du fer (DAVIS et OLPIN, 1979 ;

OBERLEAS, 1983 ; SIRKKA, 1997) ainsi que d’autres oligo-éléments indispensables comme le

cuivre et le magnésium. L’absorption de 4 à 5mg/100g de matière sèche décroît de 4 à 5 fois

l’absorption du fer par l’organisme humain (HURREL et coll. 1992). Il altère également la

Etude chimique

66

digestibilité des protéines et de l’amidon (CHERYAN, 1980 ; REDDY et PIERSON, 1994) ainsi

que l’utilisation de la vitamine PP ou niacine. Un taux élevé en acide phytique diminue ainsi la

qualité nutritionnelle des tubercules d’igname. Néanmoins, l’acide phytique est considéré

comme un phytonutriment aux multiples effets bénéfiques quand il est absorbé à faible dose

(GRAF et EATON, 1990 ; SHAMSUDDIN et coll., 1997 ; RICKARD et THOMPSON, 1997 ;

ONOMI et coll. 2004).

Les résultats de l’analyse chimique des feuilles et des tubercules des ignames étudiées ont

révélé la présence de plusieurs substances altérant leur valeur nutritionnelle. Lors du criblage

phytochimique, les mêmes composés chimiques présents dans certains échantillons sont absents

dans d’autres, alors qu’ils sont présumés appartenir à la même espèce ou à la même forme. En

outre, concernant le dosage des oxalates et du phytate, les représentants de la même forme ou

espèce en ont des teneurs assez variables. Cette diversification de la composition chimique des

feuilles et des tubercules des ignames étudiées pourrait être due à divers facteurs dont les

conditions climatiques et d’irrigation, la localisation, le type de sol et les saisons de récolte

(DESHPANDE et coll., 1982).

En outre, les teneurs de ces divers composés antinutritifs peuvent être affectées par les

procédés précédant la consommation des ignames. GOMEZ et VALDIVIES (1984) rapportent

que la teneur en acide cyanhydrique est diminuée par le séchage au soleil (82 à 94%) et à l’étuve

à 60°C (68 à 76%). En outre, la durée de stockage affecte la teneur de certains facteurs

antinutritionnels des tubercules d’igname, comme les composés phénoliques, qui diminue de 22

à 28% et le phytate de 39% 56 jours après leur récolte. Malgré la légère augmentation dans les

vingt premiers jours de stockage, la teneur en oxalate total aussi diminue de 43,4% jusqu’au

56ème jour (MEDOUA et coll. 2007). Ces variations en fonction de la durée de stockage résultent

de la lignification (MEDOUA et coll. 2005b) et/ou la germination des tubercules (CHAVAN et

KADAM, 1989). La transformation en farine diminue également les teneurs de certains facteurs

antinutritionnels (ROSS, 1999). Et enfin, pour les effets de la cuisson, celle par simple décoction

est la plus efficace par rapport à la cuisson sous pression et par rôtissage. En effet, la première

permet une régression de plus de 30% de la teneur en oxalates et de 20% la teneur en phytate

(BHANDARI et KAWABATA, 2006). Ceci est dû à la destruction des oxalates solubles dans

l’eau bouillie (ALBIHN et SAVAGE, 2001) et à l’hydrolyse de l’acide phytique en inositol

penta- et tétraphosphates ou à la formation de complexes insolubles (phytate-protéine et phytate-

protéine-minéral) (SIDDHURAJU et BECKER, 2001).

Etude chimique

67

Ainsi, la présence de divers facteurs antinutritionnels et les teneurs assez élevées en oxalate

total et en phytate des ignames étudiées seraient tolérables car les différents procédés précédant

leur consommation sont applicables pour améliorer leur valeur nutritionnelle. Ces procédés sont

également à considérer dans cette étude car les matériels utilisés pour le dosage sont des farines

crues préparées selon les protocoles du laboratoire.

CONCLUSION

Les études chimiques réalisées sur les ignames (Dioscorea spp.) ont permis de déterminer

des caractéristiques des extraits de feuilles et de tubercule.

De même, elles ont mis en évidence la présence de divers composés chimiques aux effets

antinutritifs et/ou toxiques dont les leucoanthocyanes, les composés polyphénoliques, les

stéroïdes, ainsi que les composés cyanogénétiques qui constituent les principales familles

chimiques rencontrées dans les feuilles.

En plus des composés présents dans les feuilles, les tubercules renferment des alcaloïdes,

des tannins condensés et hydrolysables, des triterpènes et des stérols insaturés, mais pas des

stéroïdes.

Les oxalates sont présents sous forme soluble et insoluble. Pour les feuilles, les teneurs en

oxalate soluble et en oxalate insoluble varient respectivement entre 54 et 150 mg et entre 25 et

84 mg par 100 g de poids frais. Pour les tubercules, les teneurs en oxalate soluble sont comprises

entre 35 et 92 mg par 100 g de poids frais et celles en oxalate insoluble entre 11 et 88 mg par

100 g de poids frais.

Le dosage des facteurs antinutritionnels a enfin donné des teneurs en phytate comprises

entre 67 et 116 mg par 100 g de poids sec pour les feuilles et entre 131 à 362 mg par 100g de

poids sec pour les tubercules.

19

ETUDE BIOLOGIQUE

Etude biologique

68

1. INTRODUCTION

Les études analytiques ont permis de confirmer la présence de certains facteurs

antinutritionnels et d’autres composés chimiques nocifs dans les feuilles et les tubercules des

ignames étudiées. Dans cette deuxième partie, nous avons étudié les effets de ces matériels

végétaux sur les souris et quelques microorganismes.

2. MATERIELS ET METHODES

2.1. MATERIELS 2.1.1. LES ANIMAUX D’EXPERIMENTATION Les animaux d’experimentation utilisés pour l’estimation de la toxicité sont des souris Mus

musculus mâles ou femelles élevées dans l’animalerie de laboratoire de Biochimie appliquée aux

sciences médicales et pesant 25 ± 2g. Elles sont issues de la race TANA-SWISS stabilisée depuis

plusieurs années à l’ Institut Pasteur de Madagascar (IPM).

2.1.2. LES MICROORGANISMES

Les germes utilisés pour les tests d’activité antimicrobienne proviennent des cultures

disponibles au laboratoire de Microbiologie du département de Biochimie fondamentale et

appliquée.

La liste de ces germes-tests est la suivante :

- Escherichia coli

- Salmonella typhi murium

- Staphylococcus aureus

- Vibrio harveyi

- Vibrio fischeri

Etude biologique

69

2.1.3. LES MILIEUX DE CULTURE Deux types de milieu solide sont utilisés pour l’étude des effets des extraits sur les souches

microbiennes testées :

- le milieu de MUELLER HINTON utilisé pour la purification et l’étude de la

sensibilité de Escherichia coli, de Salmonella typhi murium et de Staphylococcus aureus aux

agents antimicrobiens,

- le milieu MARINE AGAR employé pour celles de Vibrio harveyi et de Vibrio fischeri.

La composition de ces milieux ainsi que leur préparation sont présentées en annexe 9.

2.1.4. LES DISQUES D’ANTIBIOGRAMME Les disques utilisés pour les tests d’antibiogramme sont des disques stériles de 6 mm de

diamètre. Ils sont produits par Biomérieux.

2.1.5. LES MATERIELS D’ETUDES Les matériels d’étude utilisés sont d’une part les extraits bruts de poudre de feuilles et de

farine de tubercules, d’autre part les tubercules traités.

2.2. METHODES

2.2.1. METHODES DE PREPARATION DES MATERIELS D’ETUDE 2.2.1.1. Préparation des extraits bruts Les extraits bruts de poudre de feuilles et de farine de tubercules sont préparés selon les

méthodes décrites au paragraphe 2.2.2. (p. 28) de l’étude chimique. Il s’agit :

- d’une part, des extraits à froid, c'est-à-dire les extraits bruts aqueux (Ebaq) et les

extraits hydroalcooliques (Eha) ;

- d’autre part, des extraits bruts aqueux à chaud (Ebac).

2.2.1.2. Préparation des tubercules traités 2.2.1.2.1. La farine crue de tubercules La farine de tubercules (0,5 g) est mélangée avec un peu d’eau puis façonnée en forme de

grains de provende. Les granules de farine sont séchées quelques heures à la température du

laboratoire avant leur utilisation pour les tests toxicologiques.

Etude biologique

70

2.2.1.3. Le tubercule cuit Le tubercule frais est cuit à l’eau puis un morceau de tubercule cuit est prélevé pour être

utilisé dans les tests toxicologiques.

2.2.2. METHODES D’ETUDE DES EFFETS SUR LES SOURIS L’estimation de la toxicité des ignames étudiées sur les souris consiste à déterminer :

- les effets des extraits bruts de poudre de feuilles et de farine de tubercules, administrés

par voie intrapéritonéale (ip) et par voie orale ;

- les effets des tubercules traités, administrés par voie orale.

2.2.2.1. Estimation de la toxicité des extraits Deux voies d’administration sont utilisées pour estimer les effets toxiques des extraits bruts

sur les souris :

- la voie intrapéritonéale (ip) pour les Ebaq et les Eha ;

- la voie orale pour les Ebac.

Pour chaque voie, un volume de 0,3 ml d’extrait à tester pour 25 g de poids de souris est

administré et deux lots de deux souris sont utilisés pour chaque test. Le premier lot reçoit les

extraits à tester, tandis que le second servant de témoin, reçoit par la même voie, 0,3 ml d’eau

physiologique. Les symptômes d’intoxication sont observés pendant 24 heures après

l’administration.

Il est à noter que les Ebaq et les Eha, n’étant plus disponibles en quantité suffisante, n’ont

pas été testés par administration orale. En outre, faute de souris, les Ebac n’ont pas été testés par

administration ip.

2.2.2.2. Estimation de la toxicité des tubercules traités Les tubercules sont donnés à ingérer aux souris d’une part sous forme de grains de farine

crue, d’autre part sous forme cuite.

Ainsi, les granules préparées à partir de 0,5 g de farine de tubercules et/ou les morceaux de

tubercules cuits (5 g) sont abandonnés aux souris (sans provende). Les symptômes d’intoxication

sont observés pendant 48 heures.

Pour chaque échantillon étudié, un lot de deux souris à jeûn est utilisé.

Etude biologique

71

2.2.3. METHODES D’ETUDE DES EFFETS SUR LES MICROORGANISMES 2.2.3.1. Stérilisation (LARPENT et LARPENT-GOURAUD, 1990 ; MARCHAL, 1992)

Les milieux de culture, les disques pour antibiogramme, les cônes des micropipettes et la

verrerie dont les boîtes de Petri, les tubes vissés et les pipettes sont stérilisés à l’autoclave de

marque Webeco, à 121°C et sous une pression de 2 bars pendant 20 min.

Les pinces et les oeses sont néttoyés avec un mélange hydroéthanolique 75% puis flambés

à la flamme du bec Bunsen.

Les extraits sont stérilisés par filtration sur filtre Millipore (Minisart NML, stérile,

diamètre des pores 0,22 µm).

2.2.3.2. Coloration de Gram 2.2.3.2.1. Principe

(AVRIL et coll., 1992 ; MARCHAL, 1992 ; MERCK, 1997 ; MEYER et coll., 2000) La coloration de Gram permet d’étudier la morphologie des bactéries et de les classer en

deux groupes : bactéries Gram positif (+) et bactéries Gram négatif (-). Cette distinction résulte

de la dissemblance de la composition de leur paroi, entraînant une différence d’affinité pour les

colorants.

2.2.3.2.2. Mode opératoire 2.2.3.2.2.1. Préparation et fixation du frottis microbien Une ansée de colonie de la souche à analyser est mise en suspension dans trois gouttes

d’eau distillée stérile. Le mélange est homogénéisé à l’aide d’un vortex, puis une goutte de la

suspension est étalée sur une lame de verre propre.

Après séchage à l’air libre et à proximité de la flamme du bec Bunsen, le frottis est fixé par

des passages rapides de la lame sur la même flamme.

2.2.3.2.2.2. Coloration La lame est recouverte avec le cristal violet pendant 1 min, puis rincée sous un filet d’eau

pendant quelques secondes.

Etude biologique

72

La préparation obtenue est de nouveau recouverte d’une solution de Lugol-PVP

(Polyvinylpyrrolidone) pendant 1 min puis décolorée avec de l’alcool acétone pendant 30 à 60 s.

La lame est ensuite rincée à l’eau puis séchée.

Quelques gouttes de safranine sont déposées à chaque extrémité de la lame, puis répandues

sur la préparation. Après 10 à 20 secondes de contact, la fuschine est rincée à l’eau, puis la lame

est séchée.

Finalement, le frottis est recouvert de 3 gouttes d’huile d’immersion, puis observé sous

microscope optique de marque OLYMPUS CH 20, au fort grossissement (G x 100).

Les bactéries Gram (+) gardent la coloration violette du cristal violet, tandis que les

bactéries Gram (-) sont décolorées par l’alcool et sont teintées en rose par la safranine.

2.2.3.3. Etude de l’activité antimicrobienne des extraits par la méthode de diffusion 2.2.3.3.1. Principe (DUVAL et SOUSSY, 1991 ; FERRON, 1994)

La méthode de diffusion en gélose consiste à déposer des disques de papier imprégnés

d’antibiotique sur une gélose uniformément ensemencée avec des germes. Il s'établit dans la

gélose un gradient de concentration d'antibiotique autour de chaque disque et une zone

d’inhibition de la croissance microbienne ou halo d’inhibition est observée autour de

l’antibiotique en cas de sensibilité. Le diamètre de cette zone est fonction directe du degré de

sensibilité des germes étudiés.

2.2.3.3.2. Mode opératoire 2.2.3.3.2.1. Repiquage des souches et préparation de l’inoculum Afin de s’assurer de la pureté des souches, les germes conservés dans les conditions du

laboratoire sont repiqués en boîte de Petri sur les milieux gélosés adéquats, à savoir le milieu de

MUELLER HINTON et le milieu MARINE AGAR (voir paragraphe 2.1.3., p. 69).

Pour Escherichia coli, Salmonella typhi murium et Staphylococcus aureus, l’incubation est

faite à l’étuve à 37°C pendant 24 heures, et pour Vibrio harveyi et Vibrio fischeri, elle a lieu à la

température ambiante pendant 72 heures.

La pureté des souches étant vérifiée par l’obtention de colonies homogènes, une ansée de

colonie est mise en suspension dans 10 ml d’eau physiologique stérile. Une dilution appropriée

est effectuée de manière à ce que la suspension bactérienne contienne 106 cellules/ml.

Etude biologique

73

2.2.3.3.2.2. Ensemencement du milieu La suspension bactérienne (2 ml) précédemment préparée est uniformement ensemencée à

la surface du milieu gélosé par la technique d’inondation.

Les boîtes ensemencées sont laissées quelques minutes sur la paillasse pour que les

bactéries se fixent à la surface du milieu de culture, puis l’excès de suspension est éliminé par

aspiration à l’aide d’une pipette stérile.

2.2.3.3.2.3. Mise en culture et lecture des résultats Les disques d’antibiogramme stériles sont placés à la surface de la gélose ensemencée à

l’aide d’une pince stérile. Après stérilisation préalable, les extraits à tester sont déposés sur les

disques d’antibiogramme à raison de 10 µl par disque.

Après incubation pendant 24 heures à 37°C pour Escherichia coli, Salmonella typhi

murium et Staphylococcus aureus, et pendant 72 heures à la température ambiante pour Vibrio

harveyi et Vibrio fischeri, les diamètres des halos d’inhibition sont mesurés.

Les résultats sont lus selon les normes préconisées par l’IPM. Ces normes sont présentées

dans le tableau 20 ci-dessous.

Tableau 49 : Normes utilisées dans l’expression des résultats des tests en milieu solide

Diamètre du halo (x)

Degré de sensibilité des germes

Expression des résultats

x < 7mm Insensible -

7mm ≤ x ≤ 8mm Assez sensible +

8mm < x ≤ 9mm Sensible ++

x > 9mm Très sensible +++

Etude biologique

74

3. RESULTATS

3.1. ETUDE TOXICOLOGIQUE SUR LES SOURIS 3.1.1. EFFETS DES EXTRAITS Les effets toxiques des extraits de poudre de feuilles et de farine de tubercules sur les

souris sont estimés selon les méthodes décrites au paragraphe 2.2.2.1. (p. 70).

3.1.1.1. Administration par voie ip Les extraits administrés par voie ip sont uniquement les extraits à froid c'est-à-dire les

extraits bruts aqueux (Ebaq) et les extraits hydroalcooliques (Eha).

3.1.1.1.1. Toxicité des extraits de poudre de feuilles Les résultats des tests de toxicité des Ebaq et des Eha de poudre de feuilles administrés par

voie ip aux souris sont présentés dans le tableau 21 (p. 75).

Aussi bien avec les Ebaq que les Eha, le seul symptôme observé après injection par voie ip

des extraits de poudre de feuilles consiste en une brève hypoactivité suite à l’injection. Puis les

souris se rétablissent complètement au plus tard 2 heures après l’injection, sauf pour l’Ebaq de

D. alata « ovy lalaina » MT 06 récoltés le 02/03/08 au campus universitaire. En effet, ce dernier

a provoqué une hypoactivité 5 min après l’injection suivie d’une piloérection puis de diarrhée et

enfin, la mort des souris 18 heures après l’injection.

Il est à noter que le traitement thermique à 96°C (bain-marie) pendant 15 min de cet extrait

de MT 06 a fait disparaître ces symptômes d’intoxication. En effet, un précipité s’est formé. Il a

été éliminé par centrifugation à 12 000 tours/min pendant 15 min. L’injection par voie ip du

surnageant n’a provoqué qu’une brève hypoactivité sans causer la mort des souris. En outre,

l’extrait aqueux à froid du même échantillon, mais récoltées le 06/05/08 ne présente pas de

toxicité c'est-à-dire que l’injection par voie ip de la même quantité d’extrait n’a occasionné

aucun symptôme d’intoxication chez les souris.

Etude biologique

75

Tableau 50 : Résultats des tests de toxicité des Ebaq et des Eha de poudre de feuilles administrés par voie ip aux souris

Symptômes d’intoxication Nom vernaculaire et scientifique

Numéro

Ebaq Eha

MT 06 du 02/03/08 Hypoactivité (5 min), piloérection, diarrhée et mort (18 heures)

Aucun

MT 06 du 06/05/08 Aucun nd

MT 229 Aucun Aucun

MT 263 Aucun nd

MT 269 nd nd


MT 281 Aucun Aucun

MT 248 Aucun Aucun Ovy mena (D. alata)

MT 267 Aucun Aucun

MT 10 Aucun Aucun

MT 230 Aucun Aucun

MT 237 Aucun Aucun

MT 256 nd nd

MT 259 nd nd

Ovy be (D. alata)

MT 274 nd nd

Ovy vazaha (D. alata) MT 250 Aucun nd

MT 262 Aucun nd Ovy lava (D. alata)

MT 280 Aucun Aucun

MT 244 nd nd

MT 264 nd nd

MT 266 Aucun Aucun


MT 277 Aucun Aucun




Etude biologique

76

3.1.1.1.2. Toxicité des extraits de farine de tubercules Les résultats des tests de toxicité des Ebaq et des Eha de farine de tubercules, administré

par voie ip aux souris sont montrés dans le tableau 22 (p. 77).

Ces résultats montrent qu’aucun Ebaq ni Eha de farine de tubercules n’a entraîné la mort

des souris, toutefois certains Ebaq ont provoqué de légers symptômes d’intoxication sur les lots

de souris testés à savoir les extraits de D. alata « ovy lalaina » MT 281, de D. alata « ovy be »

MT 237 et MT 274 ainsi que de D. esculenta MT 277. Ces symptômes consistent principalement

en une hypoactivité juste après l’injection, une piloérection, un étirement des oreilles, un bref

tremblement notamment avec l’extrait de MT 237, et une hyperpnée avec l’extrait de MT 277.

Les souris se rétablissent ensuite assez rapidement, au plus tard 3 heures après l’injection.

Concernant les extraits hydroalcooliques, aucun symptôme de toxicité n’a été relevé car à

part la courte période d’hypoactivité suite à l’injection, les souris présentaient un état

physiologique apparemment normal.

Etude biologique

77

Tableau 51 : Résultats des tests de toxicité des Ebaq et des Eha de farine de tubercules administrés par voie ip aux souris

Symptômes d’intoxication Nom vernaculaire et scientifique Numéro

Ebaq Eha

MT 06 Aucun Aucun

MT 229 Aucun Aucun

MT 263 Aucun nd

MT 269 Aucun nd Ovy lalaina (D. alata)

MT 281 Hypoactivité (3 min), piloérection, étirement des oreilles et rétablissement (2 heures)

Aucun

MT 248 Aucun nd

MT 249 Aucun nd Ovy mena (D. alata)

MT 267 Aucun nd

MT 10 nd nd

MT 230 nd nd

MT 237 Hypoactivité (5 min), piloérection, bref tremblement et rétablissement (2 heures)

Aucun

MT 253 nd

MT 255 nd nd

MT 256 Aucun Aucun

Ovy be (D. alata)

MT 274 Hypoactivité (5 min), piloérection et rétablissement (2 heures)

Aucun

Ovy vazaha (D. alata) MT 238 Aucun Aucun

MT 247 Aucun Aucun Ovy lava (D. alata)

MT 262 Aucun nd

Ovy voay (D. alata) MT 273 Aucun Aucun

Ovy lohandambo (D. alata) MT 275 Aucun nd

MT 264 nd nd Mavondro

(D. esculenta) MT 277 Hypoactivité (5 min), piloérection, hyperpnée et rétablissement après (3 heures)

Aucun

Ovy hazo (D. burkilliana) MT 261 Aucun nd




Etude biologique

78

3.1.1.2. Administration par voie orale Les résultats des tests de toxicité des Ebac de poudre de feuilles et de farine de tubercules,

administrés par voie orale aux souris sont montrés dans le tableau 23 ci-dessous.

Ces résultats indiquent qu’aucun symptôme d’intoxication n’est apparu au cours de cette

expérience.

Tableau 52 : Résultats des tests de toxicité des Ebac de poudre de feuilles et de farine de tubercules administrés par voie orale aux souris

Symptômes d’intoxication Nom vernaculaire et

scientifique Numéro Ebac de poudre de feuilles

Ebac de farine de tubercules

MT 06 nd Aucun MT 229 nd Aucun MT 263 nd nd MT 269 nd nd


MT 281 Aucun Aucun MT 248 nd - MT 249 - nd Ovy mena (D. alata)

MT 267 nd Aucun MT 10 nd nd MT 230 nd nd MT 237 Aucun Aucun MT 253 - nd MT 255 - nd MT 256 nd Aucun MT 259 nd -

Ovy be (D. alata)

MT 274 nd Aucun MT 238 - nd

Ovy vazaha (D. alata) MT 250 nd - MT 247 nd Aucun MT 262 nd nd Ovy lava (D. alata) MT 280 Aucun -

Ovy voay (D. alata) MT 273 - nd Ovy lohandambo (D. alata) MT 275 - Aucun

MT 244 nd -

MT 264 nd nd

MT 266 nd - Mavondro (D. esculenta)

MT 277 Aucun Aucun Ovy hazo (D. burkilliana) MT 261 - nd

(-) : absence d’échantillon nd : non déterminé Ebac : extrait brut aqueux à chaud

Etude biologique

79

3.1.2. EFFETS DE L’ADMINISTRATION ORALE DES TUBERCULES TRA ITES Les méthodes de préparation des tubercules traités sont données au paragraphes 2.2.1.2.

(p. 69), et leurs effets après administration par voie orale aux souris sont déterminés selon les

méthodes décrites au paragraphe 2.2.2.2. (p. 70).

Les farines crues ou les tubercules cuits sont entièrement ingérés par les souris testés. Le

tableau 24 (p. 80) présente les effets observés après 24 heures.

Ces résultats montrent que l’ingestion de farines crues de D. alata « ovy lalaina » et celle

de D. esculenta ont provoqué des symptômes d’intoxication chez les souris.

Pour les farines de D. alata « ovy lalaina » MT 229 et MT 281 les symptômes sont les

mêmes, consistant en une hypoactivité, une piloérection et une diarrhée. Les souris ne se

rétablissent qu’après 48 heures.

Les souris ayant ingéré les farines crues de D. esculenta présentent des symptômes

d’intoxication plus violents. Ces symptômes se traduisent par une piloérection, un tremblement

et une paralysie des membres postérieurs, puis les souris meurent après 36 heures.

Les tubercules cuits n’ont provoqué aucun symptôme d’intoxication chez les souris.

Etude biologique

80

Tableau 53 : Résultats des effets de l’administration orale des tubercules traités aux les souris

Symptômes d’intoxication Nom vernaculaire et scientifique

Numéro Farine crue Tubercule cuit

MT 06 nd nd

MT 229 Hypoactivité, piloérection, diarrhée et rétablissement (48 heures)

Aucun

MT 263 nd nd

MT 269 nd nd


MT 281 Hypoactivité, piloérection, diarrhée et rétablissement (48 heures)

Aucun

MT 248 Aucun Aucun

MT 249 nd nd Ovy mena (D. alata)

MT 267 nd nd

MT 10 Aucun Aucun

MT 230 nd nd

MT 237 nd nd

MT 253 nd nd

MT 255 nd nd

MT 256 Aucun Aucun

Ovy be (D. alata)

MT 274 Aucun Aucun

Ovy vazaha (D. alata) MT 238 Aucun Aucun

MT 247 nd Nd Ovy lava (D. alata)

MT 262 Aucun Aucun

Ovy voay (D. alata) MT 273 Aucun Aucun

Ovy lohandambo (D. alata) MT 275 Aucun Aucun

MT 264 nd Nd Mavondro

(D. esculenta) MT 277 Piloérection, tremblement très marqué, paralysie des membres postérieurs, et mort (36 heures)

Aucun


MT 261 Aucun Aucun


Etude biologique

81

3.2. EFFET DES EXTRAITS SUR LES MICROORGANISMES

3.2.1. CARACTERISATION DES GERMES-TESTS La liste des souches bactériennes utilisées comme germes-tests est donnée au paragraphe

2.1.2. (p. 68), et leurs caractéristiques ont été déterminées selon la méthode décrite au paragraphe

2.2.3.2. ( p. 71).

Ces caractéristiques sont présentées dans le tableau 25 ci-dessous.

Tableau 54 : Caractéristiques des germes-tests

Germes-tests Morphologie Gram

Escherichia coli Bacille −

Salmonella typhi murium Bacille −

Vibrio harveyi Vibrion −

Vibrio fischeri Vibrion −

Staphylococcus aureus Coque +

3.2.2. ACTIVITE ANTIMICROBIENNE Les milieux de culture utilisés sont donnés au paragraphe 2.1.3. (p. 69), et l’activité sur les

germes-tests des extraits de poudre de feuilles et de farine de tubercules est déterminée selon la

méthode décrite au paragraphe 2.2.3.3. (p. 72).

Les extraits utilisés dans les tests d’activité antimicrobienne sont les Ebaq et les Eha.

Les résultats des tests sont présentés dans le tableau 26 (p. 82) pour les extraits de feuilles

et dans le tableau 27 (p. 83) pour les extraits de tubercules.

Ces résultats montrent que les germes-tests ne sont sensibles à aucun des extraits de

feuilles ni de tubercules, sauf à l’Ebaq de D. alata « ovy lalaina » MT 06 récoltés le 02/03/08. La

souche de Vibrio harveyi lui est assez sensible avec un diamètre de halo de 7,5 mm.

Etude biologique

82

Tableau 55 : Résultats des tests d’activité antimicrobienne des extraits de poudre de feuilles

Sensibilité des germes-tests Nom vernaculaire et scientifique

Numéro Type

d’extraits I II III IV V

Ebaq − − − + − MT06 du 02/03/08 Eha − − − − −

MT06 du 06/05/08

Ebaq − − − − −

Ebaq − − − − − MT 229

Eha

MT 263 Ebaq − − − − −

MT 269 nd nd nd nd nd nd

Ebaq − − − − −


MT 281 Eha − − − − −

MT 248 Ebaq − − − − −

Ebaq − − − − − Ovy mena (D. alata) MT 267

Eha − − − − −

Ebaq − − − − − MT10

Eha − − − − −

Ebaq − − − − − MT230

Eha − − − − −

Ebaq − − − − − MT237

Eha − − − − −

MT256 nd nd nd nd nd nd

MT259 nd nd nd nd nd nd

Ovy be (D. alata)


Ovy vazaha (D. alata) MT 250 Ebaq − − − − −

MT 262 Ebaq − − − − −

Ebaq − − − − − Ovy lava (D. alata) MT 280

Eha − − − − −

Ebaq − − − − − MT 266

Eha − − − − −

Ebaq − − − − − Mavondro (D. esculenta)

MT 277 Eha − − − − −

Ebaq : extrait brut aqueux I : Escherichia coli

Eha : extrait hydroalcoolique II : Salmonella typhi murium

nd : non déterminé III : Staphyloccocus aureus

(-) : insensible IV : Vibrio harveyi

(+) : assez sensible V : Vibrio fischeri

Etude biologique

83

Tableau 56 : Résultats des tests d’activité antimicrobienne des extraits de farine de tubercules

Ebaq : extrait brut aqueux I : Escherichia coli

Eha : extrait hydroalcoolique II : Salmonella typhi murium

nd : non déterminé III : Staphyloccocus aureus

(-) : insensible IV : Vibrio harveyi

V : Vibrio fischeri

Sensibilité des germes-tests Noms vernaculaires et scientifiques Numéro Type d’extrait

I II III IV V

MT 06 Ebaq et Eha − − − − −

MT 229 Ebaq et Eha − − − − −

MT 263 Ebaq − − − − −

MT 269 Ebaq − − − − −


MT 281 Ebaq et Eha − − − − −

MT 248 Ebaq − − − − −

MT 249 Ebaq − − − − − Ovy mena (D. alata)

MT 267 Ebaq − − − − −



MT 237 Ebaq et Eha − − − − −



MT 256 Ebaq et Eha − − − − −

Ovy be (D. alata)

MT 274 Ebaq et Eha − − − − −

Ovy vazaha (D. alata) MT 238 Ebaq et Eha − − − − −

MT 247 Ebaq et Eha − − − − − Ovy lava (D. alata)

MT 262 Ebaq − − − − −

Ovy voay (D. alata) MT 273 Ebaq et Eha − − − − −

Ovy lohandambo (D. alata) MT 275 Ebaq − − − − −

MT 264 nd nd nd nd nd nd Mavondro (D. esculenta)

MT 277 Ebaq et Eha − − − − −

Ovy hazo (D. burkilliana) MT 261 Ebaq − − − − −

Etude biologique

84

4. DISCUSSIONS

Les résultats des tests de toxicité ont permis de mettre en évidence que les extraits aqueux

et hydroalcooliques à froid de poudre de feuilles administrés par voie ip ne sont pas toxiques sur

les souris sauf l’Ebaq de D. alata « ovy lalaina » MT 06 récoltés le 02/03/08, lequel a provoqué

la mort des souris en 18 heures. Le principe actif contenu dans cet extrait est sensible au

traitement thermique et pourrait ainsi être constitué de substances de nature protéique. L’absence

de toxicité avec l’Ebaq du même échantillon mais récolté deux mois plus tard indique la

variation des constituants chimiques du matériel végétal en fonction du temps et d’autres

éventuels facteurs.

Les résultats des tests de toxicité des extraits bruts de farine de tubercules administrés par

voie ip ont montré que seuls les Ebaq de D. alata « ovy lalaina », de D. alata « ovy be » et de

D. esulenta ou « mavondro » ont provoqué l’apparition de certains symptômes d’intoxication

sans entraîner la mort d’aucune des souris testées.

La comparaison de nos résultats avec ceux obtenus lors des études biologiques effectuées

par le volet IV du projet FADES (2003 à 2005) sur les ignames récoltées à Brickaville (voir

annexe 6), montre certaines divergences. En effet, les tests de toxicité par administration par voie

ip des Ebaq de feuilles de D. burkilliana et de D. alata « ovy lalaina » ont provoqué l’apparition

de symptômes d’intoxication chez les souris sans causer leur mort.

Quant aux tubercules, l’administration par voie ip des Ebaq de D. alata « ovy lalaina » et

de D. alata « ovy be » ont aussi seulement provoqué des symptômes, tandis que les Ebaq de D.

burkilliana et de D. esculenta ont provoqué la mort des souris.

Avec les Eha de poudre de feuilles et de farine de tubercules, aucun symptôme n’a été

observé. Nous en déduisons que les principes actifs présents dans les extraits aqueux sont

insolubles dans le mélange hydroéthanolique 75% (solvant polaire).

Enfin, les Ebac aussi bien des feuilles que des tubercules, administrés par gavage n’ont

provoqué aucun symptôme de toxicité. Primo, les effets des principes actifs auraient été annihilés

par le traitement thermique car comme nous l’avons expliqué auparavant, la cuisson peut altérer

les effets de certaines substances nocives des aliments soit en les détruisant soit en réduisant leur

teneur, atténuant ainsi leur toxicité. Secundo, suite à l’ingestion des extraits, les substances

toxiques seraient inactivées soit par les enzymes du tube digestif, soit par la biotransformation,

Etude biologique

85

soit parce qu’ils n’ont simplement pas pu être absorbés lors de leur passage dans l’intestin grêle à

cause de leur taille moléculaire.

Les mêmes observations sont faites avec les tubercules traités administrés par voie orale.

Les souris ont toutes ingéré aussi bien les farines crues préparées sous forme de provende que les

morceaux de tubercules cuits, impliquant que les animaux testés n’ont pas été dérangés par leur

goût d’autant plus que les préparations crues ou cuites ont des odeurs attrayantes. Seule

l’ingestion des farines crues a occasionné l’empoisonnement des souris. Les symptômes

observés sont plus violents que ceux apparus lors de l’administration par voie ip des extraits

aqueux, car ils ont abouti à la mort des souris, notamment celles qui ont ingéré les farines crues

de D. esculenta. Effectivement, par rapport aux échantillons utilisés dans cette étude, les espèces

D. alata « ovy lalaina » et D. esculenta paraissent avoir une activité toxique. Ceci a également

été mis en évidence lors des études effectuées antérieurement par le volet IV du projet FADES.

En outre, l’espèce D. esculenta a déjà fait l’objet de quelques études toxicologiques au

LABASAM (RAKOTONDRASOA, 2005 ; RANDRIANAMBININTSOA, 2005).

Malgré la présence de certains composés chimiques antinutritifs et/ou toxiques dont

quelques-uns ont été détectés ou dosés lors des études chimiques (alcaloïdes, composés

phénoliques, composés cyanogénétiques, oxalates et phytates), l’absence de toxicité après le

traitement thermique des feuilles et des tubercules d’ignames constitue un argument essentiel sur

la non toxicité ou plus précisément la « comestibilité » des ces espèces de Dioscorea. D’ailleurs,

la consommation des plantes à tubercule est toujours précédée de certaines étapes de préparation

et de cuisson ainsi que de conservation, lesquelles contribuent à la détoxication et par conséquent

à l’amélioration de leurs qualités nutritionnelles (MOUREY, 2004 ; BHANDARI et

KAWABATA, 2006 ; MEDOUA et coll., 2007).

Les résultats des tests d’antibiogramme ont montré que Escherichia coli, Salmonella

typhi murium, Staphylococcus aureus et Vibrio fischeri n’ont été sensibles à aucun des extraits

de feuilles et de tubercules. Seul Vibrio harveyi est assez sensible à l’Ebaq de D. alata « ovy

lalaina » MT 06 récolté le 02/03/08, mais l’activité n’a pas été retrouvée sur les matériels

récoltés ultérieurement, confirmant plutôt l’hypothèse de la variation des constituants chimiques

des plantes en fonction de la période de récolte.

Etude biologique

86

CONCLUSION

Les études biologiques réalisées sur les ignames (Dioscorea spp.) ont permis d’avoir des

résultats préliminaires concernant l’activité des feuilles et celle des tubercules sur les souris et les

microorganismes.

En général, les feuilles ne renferment pas de principes toxiques sauf pour un représentant

de D. alata « ovy lalaina », lesquels sont inactivés par la chaleur.

Pour les tubercules, certains représentants de D. alata « ovy lalaina », D. alata « ovy be »

et D. esculenta contiennent des composés toxiques. D. esculenta est le seul à provoquer la mort

des souris après ingestion de farine crue. Toutefois, les principes toxiques de ces tubercules sont

également détruits par la chaleur.

En outre, aucun extrait de feuille ni de tubercule n’est actif sur Escherichia coli,

Salmonella typhi murium, Staphylococcus aureus, Vibrio harveyi et Vibrio fischeri sauf le même

extrait de feuilles toxique sur les souris, c'est-à-dire l’extrait brut aqueux de D. alata « ovy

lalaina » auquel Vibrio harveyi est assez sensible.

19

CONCLUSION

GENERALE ET

PERSPECTIVES

Conclusion générale et perspective

87

CONCLUSION GENERALE ET PERSPECTIVES

Les résultats que nous avons obtenus ne sont que préliminaires mais ils contribuent à la

valorisation des ignames malgaches, notamment les espèces Dioscorea alata, D. esculenta et D.

burkilliana qui ont été prélevées dans les régions côtières orientales de Madagascar.

En effet, ils ont permis de :

mettre en évidence la présence de certains composés toxiques et/ou antinutritifs ;

connaître les teneurs approximatives de certains de ces composés antinutritifs ;

déterminer certaines activités biologiques des espèces, notamment sur les souris et

sur les microorganismes.

Dans l’avenir, nous envisageons de :

procéder aux dosages des autres constituants toxiques et/ou antinutritifs détectés ou

non lors de cette étude (les composés phénoliques et les tannins, les composés cyanogénétiques,

les inhibiteurs enzymatiques,…) pour les comparer avec ceux des autres tubercules comestibles ;

de déterminer les facteurs permettant de diminuer les teneurs de ces substances

antinutritives (les diverses étapes de préparation et de cuisson fréquemment utilisées, les

méthodes de conservation, les facteurs environnementaux,…) ;

de rechercher d’autres substances aux propriétés intéressantes telles que les

substances nutraceutiques afin d’explorer les éventuels effets bénéfiques découlant de la

consommation d’ignames.

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ANNEXES

ANNEXE 1 : CLASSIFICATIONS DES ALIMENTS

A- Première classification

Selon leurs caractéristiques générales communes, liées à leur origine biologique,

leur apparence ou leur utilisation, les aliments sont rangés en 12 familles à savoir :

FAMILLE 1 : CEREALES

FAMILLE 2 : PLANTES AMYLACEES

FAMILLE 3 : LEGUMINEUSES

FAMILLE 4 : LEGUMES

FAMILLE 5 : OLEAGINEUX

FAMILLE 6 : FRUITS

FAMILLE 7 : CHAMPIGNONS

FAMILLE 8 : MATIERES GRASSES

FAMILLE 9 : ALIMENTS D’ORIGINE ANIMALE

FAMILLE 10 : SUCRES ET SIROPS

FAMILLE 11 : BOISSONS

FAMILLE 12 : HERBES, EPICES ET CONDIMENTS

B- Deuxième classifications (ANDRIAN et coll., 1981)

Selon leur qualité essentielle par rapport aux besoins nutritionnels, on distingue 3

types d’aliments :

- les aliments énergétiques, riches en lipides ou en glucides ;

- les aliments plastiques ou constructeurs, riches en protéines ;

- les aliments protecteurs, sources de sels minéraux, d’oligoéléments et de

vitamines.

ANNEXE 2 : CLASSIFICATION DES NUTRIMENTS EN FONCTION DE LA

REPONSE OBSERVEE EN CAS DE CARENCE (BRIEND et GOLDEN,

1997)

Nutriment de type I Nutriment de type II

Acide ascorbique

Acide folique

Cholécalciférol

Calcium

Cuivre

Fer

Iode

Manganèse

Pyridoxine

Rétinol

Riboflavine

Sélénium

Thiamine

Tocophérol

Vitamine B12

Acides aminés essentiels

Azote

Eau

Magnésium

Phosphore

Potassium

Sodium

Soufre

Zinc

ANNEXE 3 : VALEUR NUTRITIVE DES PLANTES AMYLACEES

Valeur nutritive de 100 g d’une portion comestible des principales plantes amylacées

fraîches (PLATT, 1962).

PLANTE Energie (Kcal)

Protéines (g)

Calcium (mg)

Fer (mg)

Thiamine (mg)

Ribo-flavine (mg)

Niacine (mg)

Vitamine C

(mg)

Igname 104 2 10 1,2 0,1 0,03 0,4 10

Manioc 153 0,7 25 1 0,007 0,03 0,7 30

Patate douce

114 1,5 25 1 0,1 0,04 0,7 30

Pomme de terre

75 2 10 0,7 0,1 0,03 1,5 15

Taro 113 2 25 1 0,1 0,03 1 20

ANNEXE 4 : EXEMPLES D’IGNAMES MEDICINALES

A- Indications thérapeutiques de quelques espèces de Dioscorea

Indications thérapeutiques de quelques espèces de Dioscorea (AKE ASSI, 1998)

Indications Espèces Mode d’emploi

Dioscorea alata (Côte d’Ivoire)

Pâte de feuilles fraîches (application locale)

Dioscorea cayenensis Lam. (Antilles)

Décocté de feuilles fraiches (application locale)

Piqure d’insecte et morsure de serpent

Dioscorea multifloria (Côte d’Ivoire)

Poudre de tubercule mélangé avec du piment (application locale)

Dioscorea dumetorum (Afrique Orientale)

Tubercules (application locale)

Dioscorea smilacifolia (Gabon)

Fragment de tige macéré dans l’eau (sous forme de lavement pour la douleur pelvienne)

Dioscorea cayenensis Lam. (Antilles)

Purée de tubercules bouillis (application locale)

Douleurs

Dioscorea alata (Afrique centrale)

Feuilles fraîches (application locale)

Impuissance sexuelle

Dioscorea bulbifera (Guinée) Bourgeons végétatifs (à ingérer)

Mycose cutanée Dioscorea bulbifera

(Sénégal) Pommade de bulbilles mélangée avec de l’huile de palme (application locale)

Par

asito

se

Schistosomiase Dioscorea dumetorum

(Tanzanie) Tubercules (à ingérer)

Rhumatisme Dioscorea bulbifera

(Sénégal) Pommade de bulbilles mélangée avec de l’huile de palme (application locale)

Dioscorea sansibarensis (Tanzanie)

Décocté de racine (à ingérer)

Epilepsie Dioscorea smilacifolia

(Côte d’Ivoire) Extrait de trois feuilles en friction sur les tempes du malade

Hémorroïde Dioscorea alata (Côte d’Ivoire)

Pâte de feuilles et de racines (application locale)

Abcès Dioscorea bulbifera

(Madagascar) Pâte de bulbilles (application locale)

Dioscorea alata (Inde) Poudre de tubercules (à ingérer) Ulcère Dioscorea ovinala

(Madagascar) Tubercules crus (à ingérer)

Vermifuge Dioscorea seriflora

(Madagascar) Tubercules cuits (à ingérer)

Brûlure Dioscorea alata (Madagascar)

Pâte de tubercule (application locale)

B- Principes actifs et propriétés pharmacologiques de principes actifs de Dioscorea

Quelques exemples de principes actifs de Dioscorea et leurs propriétés pharmacologiques

(NEUWINGER, 1996)

Principes actifs Sources Propriétés pharmacologiques

Alcaloïdes : dioscorine, dihydrodioscorine et dioscorétine

Tubercules (Dioscorea sansibarensis)

Bulbilles (Dioscorea bulbifera)

Racines de tubercule et tubercules (Dioscorea dumetorum)

Antimicrobiennes contre Pseudomonas aeruginosa et Staphylococcus aureus ; et anticancéreuses

Hypoglycémiantes

Polysaccharides Bulbilles (Dioscorea bulbifera) Hypoglycémiantes

Sapogénine et saponine : Diosgénine

Tubercules (Dioscorea esculenta,

Dioscorea alata)

Bulbilles (Dioscorea bulbifera)

Racines de tubercule et tubercules (Dioscorea dumetorum)

Antimicrobiennes contre Aspergillus

niger et Streptomyces sp.

Hypoglycémiantes

Fabrication d’hormones synthétiques utilisées comme anti-inflammatoires et contraceptifs

ANNEXE 5 : UTILISATIONS DES IGNAMES TOXIQUES

Utilisations des quelques ignames toxiques (NEUWINGER, 1996)

Utilisations Espèces Parties utilisées

Dioscorea dumetorum (Afrique de l’Est)

Tubercule (à enduire)

Dioscorea bulbifera (Afrique de l’Ouest et Centrale)

Décocté de bulbille et de tubercules (à enduire)

Poison de flèche

Dioscorea sansibarensis (Kenya) Tubercule et bulbille (à enduire)

Ingrédients pour les poisons de chasse

Dioscorea quartiniana (Kenya) Dioscorea sansibarensis (Kenya)

Dioscorea smilacifolia (Cameroun)

Tubercule (broyat mélangé avec d’autres poisons)

Dioscorea bulbifera (Afrique de l’Ouest et Centrale) Poison de

pêche Dioscorea sansibarensis (Afrique de l’Ouest et Centrale)

Tubercule (broyat dans l’étang ou rivière)

Dioscorea bulbifera (Afrique de l’Ouest)

Tubercule (ingestion)

Dioscorea dumetorum (Nigeria) Tubercule (ingestion)

Appât pour tuer les bêtes et les oiseaux

Dioscorea sansibarensis (Kenya) Poudre de tubercules et de bulbilles mélangée celle du manioc (ingestion)

Dioscorea bulbifera (Egypte) Tubercules et bulbilles (ingestion)

Dioscorea dumetorum (Côte d’Ivoire et Congo)

Jus de tubercule (ingestion) Homicide

Dioscorea sansibarensis (Tanzanie) Jus de tubercule et jus de bulbille (ingestion)

Poison d’épreuve

Dioscorea sansibarensis (Madagascar)

Tubercules (ingestion)

ANNEXE 6 : ETUDE CHIMIQUE ET ETUDE BIOLOGIQUE EFFECTUEES PA R LE VOLET IV DU PROJET FADES (2003-2005)

Résultats des criblages phytochimiques et des tests toxicologiques de quelques Dioscorea

récoltés dans la région de Brickaville

Nom scientifique Dioscorea alata Dioscorea burkilliana

Dioscorea esculenta

Nom vernaculaire Ovy lalaina Ovy be Ovy hazo Mavondro

Nom de code IRB9 IRB22 IRB5 IRB6

Organe T F T F T F T

Type d’extrait Ebaq Ebaq Ebaq Ebaq Ebaq Ebaq Ebaq Epu

Alcaloïdes + - + - - - + nd

Saponosides - + + - + + + nd Criblage phyto-chimique

Autres* + + + + + + + nd

ip S S S nd M S M M Tests souris orale S nd - nd S nd S nd

Escherichia coli - nd nd nd - nd - nd

Salmonella typhi murium

- nd nd nd - nd ++ nd Tests bactério-logiques

Staphylococcus aureus

- nd nd nd - nd - nd

*Autres : tannins, flavonoïdes, leucoanthocyanes ou irridoïdes

T : Tubercule

F : Feuille


Epu : extrait purifié

M : mort des souris

S : apparition de symptômes

(+) : test positif ou substance présente

(-) : test négatif ou substance absente pour le criblage phytochimique

absence d’activité pour les tests bactériologiques


ip : intrapéritonéale

ANNEXE 7 : COMPOSITIONS DES REACTIFS DE DETECTION DES ALCAL OÏDES

• Réactif de DRAGENDORFF

� Solution A :

- Nitrate de bismuth……………………..……..1,7 g

- Acide tartrique concentré………….….………20 g

- Eau distillée……………….…..……..q.s.p. 100 ml

� Solution B :

- Iodure de potassium………………………..…10 g

- Eau distillée…………………...s.p. 100 ml (40 ml)

Les solutions A et B sont mélangées volume par volume puis 10 g d’acide tartrique y sont

ajoutés avant de ramener le volume à 100 ml avec de l’eau distillée.

• Réactif de WAGNER

- Iodure de potassium………………………….…2 g

- Iode…………………..……………………...1,27 g

- Eau distillée…………………………..q.s.p. 100

ml

• Réactif de MAYER

- Chlorure mercurique…………………..……13,5 g

- Iodure de potassium..…………………………60 g

- Eau distillée………..…………………..qsp 100 ml

ANNEXE 8 : LA REACTION CHIMIQUE DU TEST A LA CYANIDINE

Les composés flavoniques sont réduites en présence d'un acide concentré et de magnésium.

Après élimination d'une molécule d'eau, le produit de réduction conduit à des anthocyanidines de

couleur rouge selon les réactions suivantes.

ANNEXE 9 : LES MILIEUX DE CULTURE

A- Milieu de MUELLER-HINTON :

• Formule approximative par litre :

- Extrait de viande……………..…..……………..2 g

- Peptone trypsique de caséine…..…...……….17,5 g

- Amidon………..………………….…..………1,5 g

- Agar…..………………………………..……...15 g

- Eau distillée…………..………………qsp 1000 ml

pH 7,5 ± 0,1 à 25°C

• Préparation :

� Dissoudre 36 g de milieu deshydraté dans 1 litre d’eau distillée ;

� Chauffer le milieu jusqu’à dissolution totale sous agitation magnétique ;

� Autoclaver à 121°C pendant 15 min.

B- Milieu de MARINE-AGAR

• Formule approximative par litre :

- Peptone………………………………………....5 g

- Extrait de lévure………………………………...1 g

- Citrate de fer………...……………..…………0,1 g

- Cholrure de sodium………………………..19,45 g

- Cholrure de magnésium………………………8,8 g

- Sulfate sodique………………………..…….3,24 g

- Cholrure de calcium………………………....1,80 g

- Cholrure de potassium………………………0,55 g

- Bicarbonate de sodium…………………..….0,16 g

- Bromure de potassium…………………..…..0,08 g

- Gélose………………………………………....15 g

- Cholrure de strontium……………………….34 mg

- Acide borique………………………….……22 mg

- Silicate de sodium……………………….……4 mg

• Préparation :

� Dissoudre 55,1 g de milieu déshydraté dans 1 litre d’eau distillée ;

� Chauffer le milieu sous agitation magnétique jusqu’à ébullition ;

� Laisser bouillir pendant 1 min avant l’autoclavage à 121°C pendant 15 min.

Nom : RAMAHAVORY Hanitriniony Landiharijaona

Titre : Analyse des facteurs antinutritionnels et des principes toxiques d’ignames (Dioscorea) de

la côte est de Madagascar

RESUME

Dans le cadre de la valorisation de l'agrobiodiversité des ignames de Madagascar, les

feuilles et les tubercules de deux espèces cultivées d’igname (Dioscorea alata comprenant sept

formes et D. esculenta) et d’une autre spontanée (D. burkilliana) en provenance des régions de la

côte est de Madagascar ont été analysés pour leurs facteurs antinutrionnels, puis étudiées pour

leur activité toxique sur les souris et les microorganismes.

L’analyse phytochimique des feuilles a révélé la présence de composés polyphénoliques,

de stéroïdes, de leucoanthocyanes, et de composés cyanogénétiques. En plus des composés

présents dans les feuilles sauf les stéroïdes, les tubercules renferment des alcaloïdes, des tannins

condensés et hydrolysables, des triterpènes et des stérols insaturés.

Les oxalates sont présents sous forme soluble et insoluble aussi bien dans les feuilles que

les tubercules. Les teneurs en oxalate total sont de 122 – 195 mg par 100 g de poids frais pour les

feuilles, et 46 – 180 mg par 100 g de poids frais pour les tubercules. Les teneurs en phytate sont

de 67 – 116 mg par 100 g de poids sec pour les feuilles et 131 – 362 mg par 100 g de poids sec

pour les tubercules.

Les feuilles, ne renferment pas de principes toxiques sur les souris sauf l’extrait brut

aqueux de D. alata « ovy lalaina » récolté dans la collection vivante du département de Biologie

et écologie végétales. Les extraits bruts aqueux des tubercules, et les farines crues de D. alata

« ovy lalaina », « ovy be » et D. esculenta contiennent des composés toxiques, En fait,

l’ingestion de farine crue de D. esculenta a provoqué la mort des souris. Les principes toxiques

de ces feuilles et de ces tubercules sont toutefois inactivés par la chaleur ce qui rend compte de la

« comestibilité » de ces espèces de Dioscorea.

Enfin, aucun extrait de feuille ni de tubercule n’est actif sur Escherichia coli, Salmonella

typhi murium, Staphylococcus aureus, Vibrio harveyi et Vibrio fischeri sauf l’extrait brut aqueux

de feuilles de D. alata « ovy lalaina » auquel Vibrio harveyi est assez sensible.

Mot clés : Dioscorea, facteur antinutritionnel, oxalate, phytate, activité toxique.

Encadreur : Professeur JEANNODA Victor

Name : RAMAHAVORY Hanitriniony Landiharijaona

Title : Chemical and biological studies of yam species collected in East coast regions of Madagascar.

SUMMARY

In order to value the agrobiodiversity of yams in Madagascar, the leaves and the tubers of two

cultivated species of yam (Dioscorea alata and D. esculenta) and of those of another spontaneous (D.

burkilliana) from Eastern coast regions of Madagascar were analyzed for their antinutritional factors for

their toxicity on mice and microorganisms.

The phytochemical analysis of leaves has revealed the presence of polyphenolic components,

steroids, leucoanthocyanes; and cyanogenetic components. In addition to existing components in the

leaves except the steroids, the tubers contain alkaloids, condensed and hydrolysable tannins, triterpènes

and unsaturated sterols.

The oxalates are present as soluble and insoluble forms in both leaves than in tubers. The total

oxalate content ranged from 122 to 194mg per 100g per fresh weight for the leaves and from 46 to 180mg

per 100g per fresh weight for the tubers. The phytate content ranged from 67 to 116mg per dry weight for

the leaves,

The leaves do not contain any toxic principles on mice except the aqueous extract of D. alata “ovy

lalaina” collected from the living collection of the plant biology and ecology department. The aqueous

tuber crude extract and the raw flour from D. alata, “ovy lalaina”, “ovy be” and D. esculenta contained

toxic components. In fact the ingestion of raw flour from D. esculenta caused the death of mice. The toxic

principles of these leaves and tubers were however inactivated by heat accounting for why these species

of Dioscoera are consummed.

Finally, both leaf and tuber extracts were not active on Escherichia coli, Salmonella typhi murium,

Staphylococcus aureus, Vibrio harveyi et Vibrio fischeri except the leaves aqueous crude extract of D.

alata “ovy lalaina” which was moderately active on Vibrio harveyi.

Key words: Dioscorea, antinutritional factor, oxalate, phytate, toxic activity.

Supervisor: Professor Victor Jeannoda

ANALYSE DES FACTEURS ANTINUTRITIONNELS ET DES …

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