Iris Georgina Barajas Sanchez

8/16/2019 Iris Georgina Barajas Sanchez

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UNIVERSIDAD DE COLIMA

Facultad de Medicina

PERSPECTIVAS DE LA TERAPIA ANTICHAGÁSICA

Tesis que para obtener el grado de

Maestra en Ciencias Fisiológicas

Presenta:

QFB. Iris Georgina Barajas Sánchez

Asesor:

Dra. Oxana Dobrovinskaya

Colima, Col., diciembre de 2007



Esta tesis se desarrolló en el “Laboratorio de Inmunobiología“ del Centro

Universitario de Investigaciones Biomédicas de la Universidad de Colima, bajo la

dirección de la Dra. Oxana Dobrovinskaya y con el apoyo de CONACYT con la

beca número 201480



RESUMEN

La tripanosomiasis americana conocida en el ser humano como enfermedad

de Chagas es considerada como el tercer padecimiento infeccioso/parasitario

más frecuente en Latinoamérica. Esta enfermedad es causada por el parásito

protozoario Trypanosoma cruzi (T. cruzi) y transmitida frecuentemente por los

vectores triatominos, conocidos como “chinches”. México, según la Organización

Mundial de la Salud, se encuentra dentro del grupo de países que no cuentan con

programas formales de control de esta enfermedad a pesar de la presencia de

tripanosomiasis americana. Debido a su latitud, el estado de Colima se localiza

dentro de las zonas de riesgo para la transmisión vectorial del padecimiento. La

enfermedad de Chagas se divide en tres fases: aguda, indeterminada y crónica, y

los fármacos empleados actualmente tienen parcial eficacia durante la fase aguda

pero resultan inadecuados para lograr la cura completa de la enfermedad en la

fase crónica. En este trabajo se revisó la información actual sobre la fisiología del

parásito que ofrece los blancos terapéuticos más relevantes en T. cruzi. También

se analizaron los reportes experimentales y clínicos sobre efectos antichagásicos

de nuevos fármacos sintéticos y compuestos naturales.

i



ABSTRACT

The American tripanosomiasis (Chagas’ disease in human) is considered as

the third infectious-parasitic disease more frequent in Latin America. It is caused by

protozoa parasite Trypanosoma cruzi (T. cruzi) and is transmitted more frequently

by triatomines vectors, known as “bugs”. Mexico, according to the World Health

Organization, falls in the group of countries that don’t have formal programs of

Chagas disease control despite the presence of American tripanosomiasis. Because

of its latitude, the state of Colima is located inside of the risk areas for the vectorial

transmission of the disease. The Chagas’ disease is divided in three phases; acute,

indeterminate and chronic, and the drugs currently employed are partially effectiveduring the acute phase, and are inadequate to achieve the complete cure in the

chronic phase. Present work revises the more recent information on physiology and

metabolic pathways of the parasite to reveal the more relevant therapeutic targets in

T. cruzi. Similarly, more recent experimental and clinic reports about antichagasic

effect of new synthetic drugs and natural compounds are analyzed.

ii



ÍNDICE

Contenido PáginaResumen…………………………………………………………………………………...…. i

Abstract………………………………………………………………………….…….............ii

Índice…………………………………………………………………………...……........ ….iii

Abreviaciones……………………………………………………………………….…….…..v

Índice de figuras.…………………………………………………………………….……...viii

Índice de tablas....………………………………………………………….…….…... ….…xii

INTRODUCCIÓN……………………………………………………………………….…….1

I. LA TRIPANOSOMIASIS AMERICANA

1.1 HISTORIA DE LA TRIPANOSOMIASIS AMERICANA (ENFERMEDAD DE

CHAGAS), EN LATINOAMÉRICA, EN MÉXICO Y EN COLIMA………………….…...3

II. MARCO TEÓRICO……………………………………………………………….…….…8

2.1 ENFERMEDAD DE CHAGAS………………………………………….…………..8

2.2 TRYPANOSOMA CRUZI……………………………………...……..………….....10

2.2.1 Morfología…………………………………………………………………..…..11

2.2.2 Ciclo de vida………………………………………………………………..…..132.2.3Transmisión……………………………………………………………….….…15

2.2.4 Patogénesis………………………………………………………………..…...18

2.3 MANIFESTACIONES CLÍNICAS..……………………………………………..…..23

2.4 DIAGNÓSTICO…………………………………………………………………..…..26

2.4.1 Evolución del diagnóstico……………………………………………….…...26

2.4.2 Diagnóstico clínico…………………………………………………………....27

2.5 TRATAMIENTO……………………………………………………………………...302.5.1 Mecanismo de acción………………………………………………………...31

2.5.2 Efectos adversos……………………………………………………………...32

III. LA ENFERMEDAD DE CHAGAS COMO PROBLEMA DE SALUD………….....34

3.1 PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA……………………………………….........34

3.2 OBJETIVOS…………………………………………………………………….........36

iii



V. RESULTADOS………………………………………………………………………..….37

4.1 LOS POSIBLES BLANCOS TERAPEÚTICOS………………………………..…37

4.1.1 Inhibidores del metabolismo tiol o tripanotión……………….………….…37

4.1.2 Inhibición del metabolismo de glucosa………………………….…….…….49

4.1.3 Inhibición del metabolismo de aminoácidos…………………………... ….52

4.1.4 Inhibición del metabolismo de esteroles……………………………….…...60

4.1.5 Inhibidores de cistein proteasa………………………………………….…...81

4.1.6 Inhibición de la captura de purinas…………………………………….…...87

4.1.7 Inhibición de dihidrofolato reductasa…………………………………..……..89

4.2 FÁRMACOS MISCELANEOS………………………………………………..…….91

4.2.1 Alquilisofosfolípidos (ALPs)…………………………………………….……..91

4.2.2 Derivados de Tiazidina………………………………………………….……..934.2.3 Diamidinas aromáticas………………………………………………….…….94

4.2.4 Dinitroanilinas……………………………………………………………..…….95

4.2.5 Derivados nitroimidazoles………………………………………………..…...97

4.2.6 Dialquilaminas……………………………………………………………..……97

4.2.7 Derivados de Indazol………………………………………………………....98

4.3 FÁRMACOS DE COMPUESTOS NATURALES………………………….……..99

V. DISCUSIÓN……………………………………………………………………….........113

VI. CONCLUSIONES Y PERSPECTIVAS……………………………….……….…….114

6.1 CONCLUSIONES………………………………………………….……………....114

6.2 PERSPECTIVAS…………………………………………………………………....121

VII. ANEXOS………………………………………………………………………..….…..122

VIII. REFERENCIA BIBLIOGRÁFICA………………………………………….….…..141

iv



ABREVIACIONES

24-SMT: (S)-adenosil-L-metionina:∆24-esterol metiltransferasa

ADC: arginina descarboxilasa

ADP: adenosina difosfato

AIDS: Sindrome de inmunodeficiencia adquirida

AK: arginina cinasa

ALAT: alanino aminotransferasa

ALPs: Alquilisofosfolípidos

ATP: adenosina trifosfato

BBIQ: bisbenzilisoquinolinasBenz: Benznidazol

BHT (medio BHT): medio infusión cerebro-corazón-triptosa

BSO: butionin sulfoximina

CP: Cistein proteinasa

CPI: Inhibidores cistein proteinasa

CPRG: clorofenolrojo-ß-D-galactopiranosido

DDT: dicloro-difenil-tricloroetanoDHF: dihidrofolato

DHFR: Dihidrofolato reductasa

DMEM (medio DMEM): Medio Dulbecco modificado de Eagle

DMSO: Dimetil sulfóxido

DNA: ácido desoxiribonucleico

ECG: Electrocardiograma

ED50: dosis efectivas cincuenta

ELISA: Inmunoanálisis ligado a enzimas

ER: Retículo endoplásmico

FAD: dinucleótido flavina-adenina

FDA: Administración de alimentos y fármacos

FPP: farnesil-pirofosfato

v



FPPS: Farnesil-pirofosfato sintetasa

GAPDH: gliceraldehido 3-fosfato deshidrogenasa

GR: Glutation reductasa

HCH: hexaclorohexano

HGPRT: Hipoxantina-guanina fosforribosil transferasa

HGPRT: Hypoxanthina-guanina fosforribosil transferasa

HPLC: cromatografía liquida de alta presión

HPP: Alopurinol

HSR (Solución HSR):

HSVSM: Células de músculo liso de la vena safena humana

IC50: concentración inhibitoria cincuenta

LIT (medio LIT): medio infusión hígado-triptosaMIC: Concentración Mínima Inhibitoria

MP: Metaloproteina

NADP: Dinucleótido nicotinamida-adenina fosfato

Nif: Nifurtimox

nM: nanomolar

NOS: óxido nítrico sintasa

OSC: oxidoescualeno ciclasa

PBS (solución PBS): Solución de búfer fosfato

PEP: fosfoenolpiruvato

PEPCK: fosfoenolpiruvato carboxiquinasa

PFT: protein farnesiltransferasa

PGK: fosfoglicerato kinasa

PS: fosfatidilserina

rpm: revoluciones por minuto

rRNA: ácido ribonucleico ribosomal

SBI: Inhibidores de la biosíntesis de esterol

SP: Serina proteinasa

SQS: Escualeno sintasa

T. cruzi: Trypanosoma cruzi

vi



TA: Tripanosomiasis Americana

TAT: tirosina aminotransferasa

THF: tetrahidrofolato

TIM: triosafosfato isomerasa

TMQ: Trimetrexato

TNQ2: 8-Metoxi-nafto[2,3-b]tiofen-4,9-quinona

TR: Tripanotión reductasa

TS: timidilato sintetasa

TXN: Triparredoxina

TXNPx: Triparredoxina peroxidasa

WHO: Organización Mundial de la Salud (World Health Organization)

vii



Figura 15. A: lignanos con actividad tripanocida. B: Estructuras químicas de 2-

arilfuranos (5-7) y 2,5-diarilfuranos (8-15) a los cuales se les evaluó su actividad

tripanocida……………………………………………………………………………………46

Figura 16. Glicólisis en T. brucei…………………………………………….. ……........50

Figura 17. Representación esquemática de las vías metabólicas de aminoácidos en

T. cruzi………………………………………………………………..………………….…..53

Figura 18. Vías propuestas del metabolismo de L-arginina en la modulación de la

muerte celular programada en T. cruzi………………………………….………….…..56

Figura 19. Esquema de la biosíntesis de ergosterol…………….……………..……..61

Figura 20. Estructuras químicas de (a) Ketoconazol, (b) Terbinafina y (c) ICI 195,

739 [(R,S)-2-(2,4-difluorofenil)-1-(3-[(Z)-4-(2,2,3,3tetrafluoropropoxi)estiril]-1,2,4-

triazol-1-il)-3-(1,2,4-triazol-1-il)-propan-2-ol]……………………………………....……..63Figura 21. Estructura química de D0870……………………………………….....……65

Figura 22. Estructura química de SCH 56592 (posaconazol)………….. …..…….....66

Figura 23. Estructura química del derivado triazol UR-9825 (Albaconazol)……..….68

Figura 24. Estructura química de TAK-187……………………………………........….68

Figura 25. Compuesto peptidomimético FTI-2220 y sus derivados………………..….70

Figura 26. Estructura química de Amfotericina B……………………………….…….72

Figura 27. Estructura química de 3-(Bifenil-4-il)-3-hidroxiquinuclidina (3-bifenil-4-il-1-

aza-biciclo[2.2.2]-octan-3-ol; BPQ-OH)…………………………………………………..73

Figura 28. Estructura química de los compuestos relacionados estructuralmente a

fenoxicarb…………………………………………………………………..……….……….74

Figura 29. Estructuras químicas de E5700 y ER-119884…………………….…..…..75

Figura 30. Estructuras químicas de azasterol y las moléculas preparadas para el

estudio ………………………………………………………………………………........76

Figura 31. Vista general de la vía de biosíntesis de isoprenoides………….….….77

Figura 32. Estructuras química de los inhibidores de PFT: farnesil-O-NH-PA ester,

farnesil-NH-PMM y rCrVFM…………………………………………………..…………....78

Figura 33. Estructura química de Tipifarnib………………………...…………………..78

Figura 34. Estructuras químicas de los bisfosfonatos utilizados en el estudio de

Montalvetti et. al., 2001………………………………………………...……………..…....79

ix



Figura 35. Estructuras químicas de dos derivados ariloxietil tiocianatos

desarrollados por Szajnman y cols…………………………………………………..….80

Figura 36. Estructura química de N-metil-piperazina-urea-F-hF-vinil-sulfona-fenil

(Mu-F-hF-VSΦ); APC-3316, CRA-3316 o K-777……………………………..…...…….85

Figura 37. Estructura química de Alopurinol…………………………………...……….87

Figura 38. Estructura química de trimetrexato (5-metil-6-[(3,4,5-trimetoifenil)

aminometil]quinazolina-2,4-diamina)…………………………………………….....….…90

Figura 39. Estructura química de los ALPs empleados en el estudio……..….…..92

Figura 40. Estructuras químicas de furamidina (DB75) y su análogo N-fenil-

sustituido DB569……………………………………………………………………..….….94

Figura 41. Estructura química de trifluralin……………………………………….....….96

Figura 42. Estructuras químicas de (a) etanidazol (EZL), un 2-nitroimidazol y de (b)benznidazol (BZL)……………………………………………………….….…………........97

Figura 43. Estructuras químicas de los compuestos aislados de la raíz de A.

taliscana……………………………………………………………………………..……...101

Figura 44. Estructuras químicas de los compuestos aislados de la fracción

metabólica de G. subelliptica……………………………………………………..………102

Figura 45. Estructuras químicas de los compuestos aislados de A) Garcinia

intermedia y B) Calophyllum brasiliense…………………………………………...…..103

Figura 46. Estructura química de los compuestos aislados de P angulata……….103

Figura 47. Estructuras químicas de los compuestos aislados de P.

americana………………………………………………………………………………..…104

Figura 48. Estructura química de los compuestos withanolides aislados de P.

angulata…………………...……………………………………………………………..…104

Figura 49. Estructura química de los compuesto aislados de la fracción hexánica

del extracto de P. regnellii var. Pallescens………………………………………….…106

Figura 50. Estructuras químicas de los triterpenos pentaciclícos aislados de del

extracto metanólico de A. populnea……………………………………………....….….107

Figura 51. Estructuras químicas de los compuestos con actividad tripanocida

aislados del extracto metanólico de R. officinalis L……………………...……………108

x



Figura 52. Estructura química de los diterpenoides aislados de Azorella compacta:

Y-1 (ácido mulinolico), Y-2 (azorellanol, Y-3 (desacetillazorellanol), Y-4 (ácido

mulinico) y Y-5 (ácido mulin-11,3-dien-20-oico)……………………………….…..…..109

Figura 53. Estructura química de timol, principal componente de T. vulgaris

L…………………………………………………………………………….……………….110

Figura 54. Estructura química de los compuestos aislados de hojas de

Dracocephalum kotschyi. 1: limonen-10-al, 1a: 1 tratado con NaBH4; limonen-10-0l,

2: geranial, 3:peral, 4: β-sitosterol, 5: ácido oleanolico, 6: ácido ursolico, 7: p-menta-

8-en-1,2-diol, 8: ácido colosolico, 9: limonen-10-ol 10-O-β-D-glucopiranosido y 10:

limonen-10-ol10-O-β-D-glucopiranosil-(12)-β-D-glucopiranosido)……………...…111

Figura 55. Estructuras químicas de los compuestos aislados de Laurus

nobilis…………………………………………………………………………………..…...111

xi



ÍNDICE DE TABLAS

Tabla 1. Total de casos humanos reportados en la literatura por pruebasserológicas, manifestaciones clínicas y reportes de bancos de sangre. Tomada de

Cruz-Reyes y Pickering-López, 2006…………………..................................................6

Tabla 2. Plantas examinadas y su actividad tripanocida sobre epimastigotes de

cadena H6…………………………………………………………….…………………....100

xii



INTRODUCCIÓN

La tripanosomiasis americana, conocida como enfermedad de Chagas,

está considerada actualmente entre los padecimientos infeccioso-parasitarios más

frecuentes en Latinoamérica y se estima una tasa de prevalencia entre 16 a 18

millones de casos. En México existe cierta contradicción en la prevalencia a nivel

nacional, debido a la falta de estudios epidemiológicos actuales y completos; sin

embargo, la localización y latitud de algunos estados, además de la presencia de

vectores triatominos y de las características socioeconómicas de poblaciones

que habitan las áreas rurales de dichos estados, representan condiciones

adecuadas para la transmisión de la enfermedad.

La enfermedad de Chagas regularmente se divide en tres fases: la

primera es la fase aguda que puede causar la muerte en niños y se caracteriza

generalmente por el chagoma de inoculación y/o el signo de Romaña, la

enfermedad en dicha fase es frecuentemente confundida con enfermedades

febriles comunes y no es tratada correctamente. Después de la fase aguda existe

una fase intermedia asintomática, denominada fase indeterminada que puedetener una duración de 5 hasta 40 años y en el 30 al 40% de los pacientes

infectados se desarrolla la fase crónica; la tercera fase de la enfermedad que

afecta corazón, órganos digestivos y tejidos nerviosos lo que causa severos

síntomas incapacitantes e incluso la muerte del paciente infectado. Los síntomas

varían dependiendo de la virulencia de las cepas circulantes en cada zona

geográfica.

Los fármacos actuales para el tratamiento de la enfermedad de Chagas

son Benznidazol y Nifurtimox, aunque en algunos países se ha discontinuado la

venta y tratamiento de Nifurtimox debido a la severidad en los efectos secundarios.

Ambos fármacos tienen similar eficacia en la supresión de parasitemia y cura en la

fase aguda de la enfermedad, pero resultan inadecuados para el tratamiento de

1



la fase crónica, por lo que se hace necesario la búsqueda de nuevos tratamientos

con mejores resultados en ambas fases de la enfermedad de Chagas.

El objetivo de este trabajo consistió en analizar las alternativas

farmacológicas actuales para el tratamiento antichagásico, además de las

estrategias de quimioterapia a partir de los blancos descubiertos en el parásito.

En los siguientes apartados se describe la situación actual de la

enfermedad de Chagas en Latinoamérica, en México y en Colima, además de la

morfología y ciclo de vida del agente etiológico; Trypanosoma cruzi, la evolución

de las técnicas y ensayos para detectar la enfermedad, el mecanismo de acción

y efectos adversos de los fármacos utilizados actualmente en el tratamiento de laenfermedad.

Los resultados de esta investigación se dividen en tres secciones; la

primera corresponde a los fármacos y compuestos estudiados para blancos

específicos de diversos metabolismos y enzimas de T. cruzi; se consideraron

inhibidores del metabolismo tripanotión, del metabolismo de glucosa, del

metabolismo de aminoácidos, del metabolismo de esteroles e inhibidores de

enzimas: cisteín proteasa, hipoxantina-guanina fosforribosil transferasa y

dihidrofolato reductasa. En un segundo apartado se incluyeron grupos de

fármacos con actividad terapéutica ya identificada que se han reportado con

actividad anti-T. cruzi, y finalmente en el tercer grupo se revisaron fármacos y

compuestos de fuentes naturales reportados con actividad anti-T. cruzi.

Enseguida se presenta la discusión, las conclusiones y la perspectiva de la

situación estudiada.

2



I. LA TRIPANOSOMIASIS AMERICANA

1.1 HISTORIA DE LA TRIPANOSOMIASIS AMERICANA

(ENFERMEDAD DE CHAGAS), EN LATINOAMÉRICA, EN MÉXICO YEN COLIMA

La Tripanosomiasis Americana (TA) es una infección enzoótica causada por

el protozoario Trypanosoma cruzi (T. cruzi), también es denominada enfermedad

de Chagas, en honor a Carlos Chagas, quien en 1909 descubrió al T. cruzi en el

intestino del Pastrongylus megistus y posteriormente lo encontró en la sangre deun gato y en la de una niña de dos años. En años siguientes mientras estudiaba

numerosos enfermos, analiza la evolución del protozoario, distingue las formas

aguda, cardiaca y encefalítica, también formas crónicas, describe arritmias en

personas jóvenes y sostiene que la tripanosomiasis es causa frecuente de

muerte súbita en el área endémica de Brasil. Actualmente la distribución

geográfica de la infección humana de T. cruzi se extiende desde México hasta el

sur de Argentina, esto coincide con la distribución del vector triatomino desde el

sur de Estados Unidos (latitud 42ºN) hasta el sur de Argentina (latitud 42ºS)

(Teixeira, Nascimento y Sturm, 2006).

La Organización Mundial de la Salud (WHO, por sus siglas en inglés) reporta

que la enfermedad de Chagas afecta a 16-18 millones de personas y además que

100 millones, es decir el 25% de la población de América Latina, esta en riesgo

de adquirirla.

Las observaciones y hechos importantes relacionados al descubrimiento y

evolución de la enfermedad de Chagas se presentan a continuación de forma

cronológica:

3

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=pubmed&cmd=Retrieve&dopt=AbstractPlus&list_uids=17072450&query_hl=40&itool=pubmed_DocSum




• 1909. Carlos Chagas describe la enfermedad causada por el parásito T. cruzi y

el vector triatomino Pastrongylus megistus.

•1911. Carlos Chagas propone control del vector y describe además la

transmisión congénita de tripanosomiasis•1913. Brumpt describe el xenodiagnóstico; Guerreiro y Machado desarrollan la

prueba complementaria de fijación.

•1943. Emmanuel Dias crea el Centro de Bambuí en minas Gerais, Brasil, donde se

realizan estudios clínicos y se desarrollan estrategias de control usando

insecticidas intradomiciliares, métodos físicos (lanzallamas), mejoras en las

viviendas entre otros.

•1944-1946. Falla el uso de dicloro-difenil-tricloroetano (DDT) contra laerradicación de triatominos, Dias advierte el riesgo de la enfermedad por

transfusión.

•1948. Se confirma la actividad anti-vectorial de insecticidas como el

hexaclorohexano (HCH).

•1953. Freitas y Amato Neto emplean de forma exitosa violeta de genciana (cristal

violeta; cloruro de metilrosanilina) como agente quimioprofiláctico en los bancos de

sangre.

• 1963. Encuentro del Primer Grupo de Expertos en la enfermedad de Chagas

convocado por la Organización Panamericana de la Salud.

•1975-1981. Se realiza una encuesta seroepidemiológica en Brasil, la cual

proporciona datos reales sobre la prevalencia de la infección humana en todo el

país.

• 1980-1985. Se estandarizan técnicas serológicas y criterios para el diagnóstico

de la infección humana por T. cruzi y enfermedad de Chagas, además se crea la

red continental de laboratorios en 14 países endémicos.

• 1983-1999. Se realizan estudios longitudinales sobre la infección humana y

patología clínica.

•1986. Clonación de material genético del T. cruzi.

4



• 1987-1990. Desarrollo de antígenos T. cruzi definidos para el mejoramiento de las

técnicas de diagnóstico serológico para el control en los bancos de sangre.

• 1990-1994. Producción comercial de kits en países endémicos para el control de

los bancos de sangre.• 1987-1993. Desarrollo de nuevas herramientas para el control del vector.

•1997. Uruguay es certificado libre de transmisión de la enfermedad de Chagas

vectorial y transfusional.

•1998. La LI Asamblea Mundial de la Salud aprueba la resolución WHA51.14 con

el propósito de eliminar la transmisión de la enfermedad de Chagas en

Latinoamérica.

•1999. Chile es certificado libre de la transmisión de la enfermedad de Chagas

vectorial y transfusional.

En México, la TA es conocida desde 1936, los datos de seroprevalencia

en el país han sido controvertidos; actualmente se acepta una seroprevalencia

del 1.6% (Sierra-Johnson, Olivera-Mar, Monteón-Padilla, Reyes y Vallejo, 2005). La

abundante biodiversidad de vectores, los numerosos reservorios domésticos y

silvestres así como la variedad en el hábitat junto con las regiones rurales

pobladas por personas de bajo estatus socioeconómico proporciona condiciones

naturales para transmisión de TA. De acuerdo con la clasificación de países

endémicos de la WHO, México está incluido en el grupo 2; el cual se refiere a

países que no tienen programas formales de control a pesar de la presencia de

transmisión de tripanosomiasis americana, esto debido a que no se le considera

como un problema público de salud y a que los estudios epidemiológicos

realizados en la región aparentemente son incompletos (Coll-Cárdenas y cols.,

2004). En el estudio realizado por Cruz-Reyes y Pickering-López en 2006 secompiló el número de casos en humanos reportados en la literatura desde 1928 a

2004 en México, la distribución por estados se muestra en la tabla 1 y en la figura

1.

5



Estado Muestra Casos Prevalencia(%)

Aguascalientes 1527 28 1.83

Baja California 1619 45 2.78

Baja California Sur 2018 21 1.04

Campeche 1536 24 1.56

Chiapas 7912 1009 12.75

Chihuahua 3351 15 0.45

Coahuila 1976 12 0.61

Colima 1917 22 1.15

Distrito Federal 26213 983 3.75

Durango 2065 45 2.18

Estado de México 2856 18 0.63

Guanajuato 3168 26 0.82

Guerrero 9621 1090 11.33Hidalgo 3591 222 6.18

Jalisco 26732 3236 12.11

Michoacán 2265 50 2.21

Morelos 8787 1005 11.44

Nayarit 1994 243 12.19

Nuevo León 4178 81 1.94

Oaxaca 12624 2234 17.70

Puebla 12970 460 3.55

Querétaro 2412 458 18.99Quintana Roo 1575 38 2.41

San Luís Potosí 2161 56 2.59

Sinaloa 2865 160 5.58

Sonora 2280 37 1.62

Tabasco 5315 200 3.76

Tamaulipas 2022 34 1.68

Tlaxcala 1428 19 1.33

Veracruz 33679 1932 5.74

Yucatán 6687 212 3.17Zacatecas 2598 146 5.62

Sin georreferencia 86692 2818 3.25

TOTAL 288634 16979 5.88

Tabla 1. Total de casos humanos reportados por pruebas serológicas, manifestaciones clínicas yreportes de bancos de sangre. Tomada de Cruz-Reyes y Pickering-López, 2006.

6



Figura 1. El mapa de México muestra el rango de los casos de la enfermedad de Chagasdetectados por pruebas serológicas, manifestaciones clínicas y casos por transfusión sanguínea.Tomado de Cruz-Reyes y Pickering-López, 2006.

El total de casos reportados en humanos fue de 16, 979; aunque este

resultado es solo una proporción de la extensión de la infección por T. cruzi y

enfermedad típica, debido a la existencia de casos no diagnosticados y noreportados. En Colima de una muestra de 1917 se reportan 22 casos positivos,

siendo el porcentaje de prevalencia de la enfermedad de 1.15%. Aunque en el

estudio seroepidemiológico probabilístico en 17 localidades de Colima realizado

por Coll-Cárdenas y cols. en 2004 obtuvieron una seroprevalencia del 2.4%; valor

más alto que la media nacional y que lo reportado en estudios anteriores en la

región.

7



II. MARCO TEÓRICO

2.1 ENFERMEDAD DE CHAGAS

Según datos de la WHO y del Banco Mundial, la tripanosomiasis americana

(TA), conocida en el ser humano como enfermedad de Chagas es el tercer

padecimiento infeccioso-parasitario más frecuente en Latinoamérica después del

SIDA y la tuberculosis, con importante repercusión económica (Sierra-Johnson y

cols., 2005); más de 10 millones de personas están infectadas con el protozoario T.

cruzi (Miles, Feliciangeli y Rojas de Arias, 2003).

La enfermedad es causada por Trypanosoma cruzi, un parásito protozoario

flagelado, transmitido por vectores de la subfamilia Triatominae (insectos

hematófagos). Se ha reportado que la mayoría de especies de triatominos son

portadores de parásito T. cruzi (Miles y cols., 2003), el cual puede ser transmitido a

una amplia variedad de mamíferos domésticos o silvestres actuando como

hospederos y reservorios, y a los humanos. Debido a que la colonización casera

por triatominos es el factor clave que influye en la transmisión de T. cruzi, laenfermedad de Chagas está directamente asociada con las condiciones

socioeconómicas, particularmente con viviendas humildes e higiene doméstica

deficiente (Barret y cols., 2003; Dumonteil, 1999; Miles y cols., 2003).

Esta parasitosis se manifiesta en la forma aguda con fiebre persistente

acompañada por lesiones cutáneas (chagoma), manifestaciones oculares (signo

de Romaña) linfadenopatía, carditis o alteraciones en el sistema nervioso central y

es frecuentemente confundida con otras enfermedades febriles (Coll-Cárdenas y

cols., 2004). En esta fase muere el 10% de los enfermos menores de 2 años de

edad por meningoencefalitis o miocarditis. La mayoría de enfermos curan

espontáneamente en pocas semanas. Si no hay sospecha clínica o medios de

diagnósticos accesibles, no se reconoce esta fase, única susceptible de

8



resolverse con el tratamiento antiparasitario (Sierra-Johnson y cols., 2005).

Alrededor del 30% de personas infectadas con TA puede desarrollar la forma

crónica de la enfermedad, en la cual se afecta corazón, tracto digestivo con

enfermedad mega en vísceras huecas, o el sistema nervioso periférico,

generalmente con una evolución inexorable hacia fatales complicaciones (Coll-

Cárdenas y cols., 2004; Miles y cols., 2003; Sierra-Johnson y cols., 2005). En

general, al inicio de la fase crónica de la enfermedad, existe una forma

indeterminada de ésta, en la cual están presentes anticuerpos anti-T cruzi, pero sin

ninguna manifestación clínica. La mayor parte de personas afectadas por TA son

descubiertas en esta fase (Coll-Cárdenas y cols., 2004). En la figura 2 se muestra

la evolución de la enfermedad de Chagas una vez que el protozoario T. cruzi ha

infectado al hombre.

Figura 2. Esquema general de la historia natural de la forma adquirida de la enfermedad deChagas en humanos. Modificado de Chapadeiro, 1999.

9



2.2 TRYPANOSOMA CRUZI

Trypamosoma cruzi es un parásito flagelado perteneciente a la familia de

los Tripanosomatideos, incluida en el orden de los Quinetoplástidos de la clase

Zoomastigina (figura 3). Esta familia comprende los géneros Leishmania y

Tripanosoma (Becerril y Romero, 2004). El género tripanosoma incluye a T. brucei

rhodesiense y T. brucei gambiense, causantes de la Tripanosomiasis africana o

enfermedad del sueño, la cual es transmitida por la mosca tse-tsé (Glossina) y T.

cruzi que es el causante de la tripanosomiasis americana o enfermedad de

Chagas (Jawetz y cols., 2002). La comparación de la secuencia de genes del rRNA

18S de diversas especies de tripanosomas obtenidas de varios huéspedes,

combinado con otras técnicas moleculares sugiere que el género Tripanosoma es

monofilético. También se sugiere que T. brucei y T. cruzi compartían un ancestro

común hace 100 millones de años. La información prehistórica indica que el

humano fue expuesto a los tripanosomas africanos junto con su evolución, a

diferencia de los tripanosomas americanos, los cuales evolucionaron

independientemente del Homo sapiens, quien probablemente obtuvo el rango de

huésped de T. cruzi dentro de los últimos 12000- 40000 años, cuando el hombrearribó al continente americano (Blumenstiel, Schöneck, Yardley, Croft y Krauth-

Siegel, 1999).

Figura 3. T. cruzi en el torrente sanguíneo visto con microscopía electrónica. Tomado dewww.ioc.fiocruz.br/.../fevereiro/23_02_06_02.htm

10



T. cruzi posee un ciclo de vida complejo que incluye cuatro estadios

básicos de desarrollo comprendidos en dos fases, una en el vector invertebrado

y otra en el huésped mamífero. Entre los estadios existen otros intermedios que

aumentan la complejidad del ciclo. Los estadios básicos se definen

principalmente por criterios morfológicos; como la forma del huso del parásito,

posición del quinetoplasto respecto al núcleo y la región por donde emerge el

flagelo (Becerril y Romero, 2004; Silber, Colli, Ulrich, Manso y Pereira, 2005) y son

las siguientes: epimastigote, tripomastigote metacíclico, amastigote y tripomastigote

sanguíneo.

2.2.1 Morfología

Epimastigote. (Del griego epi: anterior, de arriba; mastis: látigo para flagelo). Es la

forma replicativa, no infectiva para el ser humano o mamífero y se encuentra en

el intestino del vector invertebrado (figura 4). Es de aspecto fusiforme de 20 a 40

μm de longitud. El quinetoplasto se localiza en la posición anterior, cerca del

núcleo, y el flagelo forma una pequeña membrana ondulante. Este estadio

morfológico se multiplica en el intestino de los triatominos de manera profusa

para dar lugar a los tripamastigotes metacíclicos (Becerril y Romero, 2004; Silbery cols., 2005), también es la forma de los parásitos en medio de cultivo (Becerril y

Romero, 2004).

Figura 4 .Fase de epimastigote de T. cruzi. Imagen obtenida utilizando microscopía de barridoelectrónico. Tomado de www.cdfound.to.it

11



Tripomastigote metacíclico. (Del griego trypo: perforar, refiriéndose a la propiedad

de esta célula de pegarse al vidrio por un punto mientras realiza movimientos

rotatorios; mastis: látigo para flagelo). Es la forma no replicativa e infectiva para

el hombre u otros mamíferos, y el producto de la diferenciación de los

epimastigotes en la porción distal del intestino del vector, la que se deposita con

las heces fecales del insecto para luego penetrar por mucosas o solución de

continuidad en el huésped e infectar células. Tiene una forma alargada y mide

de 20 a 25 μm de longitud (figura 5). Se distingue un núcleo vesiculoso y hacia

la parte posterior de éste se halla el quinetoplasto de forma casi siempre

esférica. El flagelo, con su membrana ondulante, se observa a lo largo del

cuerpo del parásito y surge libremente en el extremo posterior (Becerril y Romero,

2004).

Figura 5. Tripomastigote metacíclico de T. cruzi. Imagen obtenida por utilizando microscopía debarrido electrónico. Tomado de www.cdfound.to.it

Amastigote. (Del griego a: sin; mastis: látigo para flagelo). Es la forma replicativa

intracelular en el huésped y la que lo distingue de otros miembros del género

(Figura 6). Esta forma proviene de la diferenciación de los tripomastigotes, tanto

metacíclico como sanguíneo, y tiene la capacidad de infectar otras células. Posee

una forma redondeada llamada leishmanoide, mide de 2 a 2.5 μm, aunque

algunos autores reportan de 2.4 a 6.5 μm de diámetro (Silber y cols., 2005), su

flagelo está secuestrado dentro de una bolsa visible, según lo revela el

microscopio electrónico, y presenta un gran núcleo y quinetoplasto (Becerril y

Romero, 2004).

12

http://www.cdfound.to.it/

http://www.cdfound.to.it/



Figura 6. Fibroblasto infectado in vitro con T. cruzi, en el cual se observa una gran cantidad deamastigotes intracelulares por tinción con Giemsa. Tomado de www.cdfound.to.it

Tripomastigote sanguíneo. Es la forma no replicativa e infectiva para el insecto

vector y el mamífero, y el resultado de la diferenciación del amastigote; puede

infectar a nuevas células o pasar al vector invertebrado y cerrar así el ciclo de vida

del parásito (Becerril y Romero, 2004). En la figura 7 se muestra un tripomastigote

en sangre periférica.

Figura 7. Tripomastigote sanguíneo de T. cruzi en muestra de sangre periférica de un pacienteinfectado en fase aguda. Se utilizó la tinción de Wright-Giemsa. Tomado de www.cdfound.to.it

2.2.2 Ciclo de vida

El ciclo biológico del parásito se inicia cuando un triatomino se alimenta de

la sangre de un mamífero infectado que contiene tripomastigotes circulantes; éstos

pasan a los intestinos del triatomino, se transforman en epimastigotes, se

multiplican por fisión binaria longitudinal y a los pocos días se encuentran como

13

http://www.cdfound/

http://www.cdfound/

http://www.cdfound/

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tripomastigotes metacíclicos en la porción distal del intestino del insecto. Cuando

el vector infectado se alimenta, puede ingerir varias veces su peso corporal en

sangre y defecar sobre la piel o mucosas del mamífero; de esta manera

deposita junto con su excremento tripomastigotes metacíclicos infectantes. Cuando

el insecto arrastra con sus patas la materia fecal, se introducen los

tripomastigotes metacíclicos por la laceración inducida por la probóscide del

insecto al alimentarse; también es posible que el mismo huésped se infecte a sí

mismo al llevar las deyecciones a la piel, hacia alguna mucosa o a la conjuntiva

ocular (Becerril y Romero, 2004; Teixeira, Nascimento y Sturm, 2006).

Los tripomastigotes metacíclicos, una vez dentro del mamífero y después de

pasar la barrera de la piel, mucosas o conjuntiva ocular se introducen en las

células del tejido celular cercano al sitio de penetración, en donde se

transforman en amastigotes. Ahí se multiplican por fisión binaria y alcanzan la

circulación sanguínea cuando su elevado número causa la muerte y destrucción

de la célula infectada; también se ha demostrado su diferencia intracelular a la

forma de tripomastigote, y se ha sugerido su salida de la célula sin causarle

daño inmediato (Becerril y Romero, 2004).

Después de llegar al torrente sanguíneo, los amastigotes pueden infectarnuevas células o transformarse rápidamente en tripomastigotes sanguíneos y

diseminarse por vía hematógena por todo el organismo, en donde pueden invadir

casi cualquier célula. El ciclo biológico se completa cuando un triatomino se

alimenta de un mamífero infectado y adquiere al parasito (Becerril y Romero, 2004)

y se representa en la figura 8. La infección de T. cruzi persiste en el organismo

humano durante toda la vida (Teixeira, Nascimento y Sturm, 2006).

14



Figura 8. Ciclo de vida de T. cruzi. Tomado de WHO (www.who.int/tdr/diseases/chagas/lifecycle.htm)

En diversos artículos se ha mostrado una relación directa entre la

densidad de receptores de membrana de la célula huésped y la carga de

parásitos en el tejido, en realidad, todas las células en el cuerpo humano, con

excepción de las neuronas, pueden ser afectados por la colonización de T. cruzi

in vivo (Teixeira, Nitz, Guimaro, Gomes y Santos-Buch, 2006).

2.2.3 Transmisión

Se ha comprobado la existencia de varios reservorios animales del parásito

T. cruzi desde el sur de EU hasta Argentina, incluida la mayoría de países de

Centro y Sudamérica. Los triatominos son los únicos vectores naturales de T.

cruzi, los cuales pertenecen al orden Hemipterae, familia Reduviidae y subfamilia

Triatominae (Barret y cols., 2003; Becerril y Romero, 2004).

Las zonas de riesgo para la transmisión vectorial de la enfermedad de

Chagas en la mayoría de los países de América Latina están ubicados en

15

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=pubmed&cmd=Search&itool=pubmed_AbstractPlus&term=%22Nitz+N%22%5BAuthor%5D

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=pubmed&cmd=Search&itool=pubmed_AbstractPlus&term=%22Guimaro+MC%22%5BAuthor%5D

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=pubmed&cmd=Search&itool=pubmed_AbstractPlus&term=%22Gomes+C%22%5BAuthor%5D

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=pubmed&cmd=Search&itool=pubmed_AbstractPlus&term=%22Santos%2DBuch+CA%22%5BAuthor%5D







altitudes menores a los 2,000 metros sobre el nivel del mar, también en áreas

rurales donde existe una alta proporción de viviendas en condiciones precarias,

colonizadas por triatominos, donde hay convivencia directa del hombre tanto

con la fauna silvestre como con la doméstica (reservorios del parásito), y

donde la pobreza y la ignorancia son características comunes (Sierra-Johnson y

cols., 2005).

En México se desconoce su magnitud y trascendencia, y solo se han

estimado en localidades aisladas, pero existen condiciones adecuadas para

la transmisión de la enfermedad, debido a que se considera como probable área

endémica todo territorio que se encuentre a una altura sobre el nivel del

mar de cero a 1 800 metros; más de tres cuartas partes del territorio

nacional (Becerril y Romero, 2004).

Al menos 40 especies de triatominios pueden albergar T. cruzi, y así ser

transmisores potenciales de la infección. Triatoma sp se adapta a áreas rurales

peri-domiciliares de ecosistemas secos de Centro y Sudamérica, y es

el principal transmisor de la infección. Esta especie se ha implicado en 10-12

millones de casos de la enfermedad de Chagas en humanos. Los siguientes de

importancia epidemiológica son los Rhodnius sp, que se localizan en climas dehumedad tropical y Panstrongylus sp de localización ubicua (Teixeira, Nascimento y

Sturm, 2006). En estudios entomológicos de los vectores triatominos se han

reportado que existen en México 39 especies de insectos triatominos, de

los cuales se ha encontrado que 20 están naturalmente infectados por T.

cruzi (Dumonteil, 1999), las especies de mayor importancia en el país son:

Triatoma barberi, Tr. Dimidiata, Tr. Mazzottii, Tr. Picturata, Tr. Mexicana, Tr.

Gerstaeckeri, Tr. Phyllosoma, Tr. papillidipenis, Rhodnius prolixus,Dipetalogaster

maximus, Eratyrus sp. y Cavernicola sp. (Becerril y Romero, 2004; Dumonteil,

1999; Guzmán-Bracho, 2001; Sierra-Johnson y cols., 2005). Además se han

identificado como reservorios silvestres a pequeños roedores y especies

marsupiales como oposums, entre otros (Dumonteil, 1999).

16



Figura 9. Ciclos de transmisión de T. cruzi. Modificado de Miles y cols., 2003.

Los ciclos de transmisión de T. cruzi se muestran en la figura 9. El ciclo de

transmisión es enzoótico si ocurre transmisión selvática y no existen colonias

domésticas de triatominos; solo se producen casos esporádicos de enfermedad

de Chagas usualmente por ataques de insectos adultos a habitantes de colonias

selváticas. Algunas especies de triatominos se han adaptado, colonizado y

multiplicado en casas, donde transmiten T. cruzi a humanos y a animales

domésticos tales como perros, gatos y hámsteres. Ciclos de transmisión

doméstico y selvático en determinada localidad pueden considerarse tanto como

transmisión separada o sobrelapada, dependiendo del grado de interacción entre

ellos (Miles y cols., 2003).

La transmisión puede realizarse directamente a través de los vectores

infectados (vía entomológica) y es la vía principal de transmisión (Becerril y

Romero, 2004), esta transmisión natural ocurre cuando el contacto con heces de

triatominos contaminados permite la entrada de T. cruzi a través de piel

17



lesionada, mucosas o conjuntiva (Dumonteil, 1999). La segunda vía de transmisión

es la transfusional y también se ha reportado transmisión congénita; aunque en

México no se ha documentado de forma adecuada la presencia de Chagas

congénito, en otros países de América Latina se considera una causa importante

de transmisión de la enfermedad (Becerril y Romero, 2004). También puede

transmitirse por transplantes de órganos, por accidentes de laboratorio y por

inoculación accidental en hospitales y laboratorios (Teixeira, Nascimento y Sturm,

2006). La transmisión oral es una vía común de circulación de T. cruzi en el

ciclo silvestre, en el que varios mamíferos como los marsupiales y primates,

comen triatominos y huéspedes reservorios más pequeños. En el medio

doméstico, perros y gatos comen triatominos y roedores infectados (Organización

Mundial de la Salud, 2002).

2.2.4 Patogénesis

Una vez que el parasito penetra las células circundantes al sitio de la

infección, y completa uno o varios ciclos de replicación intracelular, pasa al

torrente sanguíneo en donde puede alcanzar diversas células del huésped, como

las del bazo, hígado, y músculo cardíaco. También puede establecer un primer

sitio de contacto con macrófagos y fagocitarse. T. cruzi evade este primer contacto

con la respuesta inmunitaria, escapa de la vacuola fagocítica y se replica en el

citoplasma de los macrófagos. La resistencia a la infección por parte del

huésped puede ser de varios tipos. La respuesta celular está mediada por

macrófagos activados y por neutrófilos y eosinófilos a través de anticuerpos. La

reacción humoral incluye la lisis del parásito a través de la activación de la vía

alterna de la cascada del complemento mediada por inmunoglobulinas del tipo

IgG. Sin embargo, la fase de tripomastigote del parásito presenta un sistema

enzimático membranal capaz de contrarrestar esta respuesta e inhibir la

convertasa de C3 si no se satura. Se han descrito factores de resistencia a la

infección propios del huésped, como son los niveles séricos de hierro, que

18



pueden tener implicaciones en la virulencia de las cepas, y la presencia de

lipoproteínas de alta densidad, que pueden interferir con el proceso de infección.

Se han propuesto diversas teorías para explicar la patogénesis de las

lesiones en la enfermedad de Chagas. La teoría de la persistencia del parasito(teoría de daño directo) postula que las lesiones podrían ser una consecuencia

directa de la ruptura mecánica de la célula huésped parasitada y su subsiguiente

inflamación. La teoría autoinmune atribuye las lesiones chagásicas al rechazo de

las células libres de parásitos por los linfocitos del huésped. La teoría

neurogénica asume que el daño del parásito se observa principalmente en las

células del sistema parasimpático que inerva los órganos afectados. A continuación

se amplia la reseña para cada teoría mencionada.

A. Teoría de la persistencia parasitaria (daño directo)

Se presupone que el daño principal ocasionado en la enfermedad de

Chagas se debe a la lesión directa que produce el parásito al invadir a las

células del huésped y también al consiguiente proceso inflamatorio localizado. El

proceso de invasión celular, replicación y muerte de las células, con la

consecuente liberación de los parásitos y reinfección de otras células, provoca

daños irreversibles en los órganos afectados, sobre todo en corazón y órganos

del sistema digestivo (esófago y colon en particular). Con el paso de los años, la

extensión de las zonas afectadas, además del compromiso de células del sistema

nervioso periférico que inervan estos órganos, produce las alteraciones que se

observan en la fase crónica de la enfermedad (Becerril y Romero, 2004).

La mayoría de investigadores está de acuerdo que la persistencia delparásito en el huésped humano puede ocasionar la ruptura de las células

colonizadas en la fase aguda de la infección. Aunque los resultados al

microscopio de células libres de parásitos lisadas por linfocitos no confirma si la

ruptura mecánica es la principal característica de la patogénesis de la

enfermedad aguda. Además la dificultad en el establecimiento de una relación

19



directa entre la presencia intracelular de las formas del parásito y la destrucción

del tejido concomitante se puede mostrar claramente en áreas endémicas de la

enfermedad de Chagas, donde aproximadamente un tercio de la población

infectada sucumbe a la enfermedad de Chagas.

Por otra parte, el 80% de los pacientes con este padecimiento que mueren por

la enfermedad no mostraron amastigotes del parásito en cortes histopatológicos del

corazón. Además una falta de proximidad física entre el parásito y las lesiones

inflamatorias fue mostrado claramente en corazones con amastigotes intracelulares

en Chagas crónica. Tampoco explica porqué hay infecciones agudas

asintomáticas y de remisión espontánea. Hay resultados que sugieren que la

severidad de las lesiones cardiacas y la evolución de la enfermedad no estáasociado con la prevalencia de la parasitemia en pacientes con enfermedad

chagásica crónica (Teixeira, Nitz, Guimaro, Gomes y Santos-Buch, 2006).

B. Teoría inmunitaria

Algunas proteínas del parásito poseen epítopos compartidos con proteínas

del huésped. Se han descrito anticuerpos circulantes en pacientes chagásicos

crónicos que reaccionan contra proteínas de tejido conectivo, endocardio yproteínas del músculo estriado, entre otras. Se ha sugerido que estos anticuerpos

son los causantes del proceso crónico de la afección en virtud del reconocimiento

de partículas proteicas propias como extrañas y activación de un proceso

inmunológico humoral y celular en contra de los órganos del huésped (Becerril y

Romero, 2004).

En las últimas tres décadas la autoinmunidad se ha considerado como un

importante mecanismo patogénico recibiendo soporte experimental y atención.

Factores inmunes y mecanismos posibles desencadenantes de las lesiones en la

enfermedad de Chagas han causado discusiones sobre el rol de antígenos T.

cruzi en la patogénesis de la enfermedad, tales como reactividad cruzada y

mimetismo molecular. Algunos investigadores consideran que los papeles

20



desempeñados por la persistencia parasitaria en el cuerpo y por la

autoinmunidad, son esenciales en la patogénesis de la enfermedad de Chagas

(Teixeira, Nitz, Guimaro, Gomes y Santos-Buch, 2006). Se ha observado un

rechazo de fibras cardiacas por las células efectoras mononucleares del sistema

inmune; lo que favorece la autoinmunidad. El rechazo acelerado de células

embrionarias de conejo por los linfocitos derivados de conejos crónicamente

infectados con T. cruzi se considera como evidencia de la autoinmunidad en la

enfermedad de Chagas (Teixeira, Nascimento y Sturm, 2006).

C. Teoría neurogénica

Kroeberle, en 1970 introdujo una hipótesis neurogénica para explicar la

patogénesis de la enfermedad de Chagas, posteriormente esta hipótesis fue

modificada con el objetivo de unificar las diversas teorías para

explicar las lesiones crónicas de la enfermedad cardiaca chagásica. Algunos

investigadores creen que el debilitamiento (o daño) del sistema nervioso

parasimpático y la permanente activación del sistema nervioso simpático y de otros

circuitos neuro-hormonales explican las lesiones. Está hipótesis esta basada en

datos que muestran que pacientes crónicos con persistencia parasitaria pero sin

daño miocárdico no tienen daño parasimpático cardiaco o activación neuro-hormonal. Anormalidades del sistema nervioso autónomo y una reacción

autoinmune inician y perpetúan el ciclo vicioso de cardiotoxicidad por

catecolaminas, miocitolisis y falla cardiaca. Sin embargo, la hipótesis neurogénica

unificada no considera el origen de la patogénesis en la enfermedad de Chagas

(Teixeira, Nascimento y Sturm, 2006).

Como es de esperarse la enfermedad de Chagas es un padecimiento tan

complejo, que permite pensar que el daño secundario a la enfermedad se debe

a una gama de factores que fusiona las teorías antes mencionadas;

recientemente se ha descrito la presencia de anticuerpos activos contra

receptores adrenérgicos beta1 del corazón de pacientes chagásicos, los cuales al

activar a los receptores tienen la capacidad de producir una estimulación

21



simpática constante que simula la descrita en la teoría neurogénica, al mismo

tiempo es innegable el hecho de que el parásito invade células de los órganos

afectados; de esta manera se imbrican las tres teorías para tratar de explicar la

patogenia del trastorno (Becerril y Romero, 2004).

Aunque la participación de T. cruzi en el desarrollo de la fase crónica de la

enfermedad de Chagas ha sido tema de debate e incluso diversos estudios

implican a un fenómeno autoinmune como factor primario que desencadena la

fase crónica y que incluye a la cardiomiopatia chagásica, actualmente, de

acuerdo a lo revisado (Urbina y Docampo, 2003; Salem y Werbovetz, 2006), se

acepta de manera general que la persistencia de parásitos acoplado a una

respuesta inmune desequilibrada, lo que podría incluir reacciones autoinmunes, eslo que origina la respuesta inflamatoria en los tejidos infectados y esto ocasiona las

lesiones características de la fase crónica de la enfermedad.

22



2.3 MANIFESTACIONES CLÍNICAS

La enfermedad asociada con la infección de T. cruzi es crónica y causa

severa incapacidad (Dumonteil, 1999). Los síntomas de esta enfermedad pueden

variar en su gravedad según sea la zona geográfica, lo que hace pensar que

existen diferencias en la virulencia de las cepas circulantes e incluso en la

resistencia natural a la enfermedad en algunas poblaciones. Por lo regular, la

enfermedad de Chagas se divide en tres fases:

A. Fase aguda. Este periodo se presenta en forma más virulenta en niños

menores de seis años, en los cuales puede causar la muerte particularmentedebido a alteraciones en el sistema nervioso central, como meningoencefalitis y

transtornos cardiacos como miocarditis. Por lo general, el periodo de incubación

toma tres días y se pueden encontrar parásitos en la circulación sanguínea en un

lapso de 14 a 28 días posteriores a la infección. Durante este tiempo los parásitos

se replican intensamente en células epiteliales, macrófagos y fibroblastos.

Se pueden presentar algunos signos, denominados en conjunto “puerta de

entrada” como son el chagoma de inoculación, caracterizado por la presencia de

un proceso inflamatorio agudo localizado en el sitio de infección, y que produce

una induración dolorosa y eritematosa o un edema unilateral bipalpebral con

adenitis retroauricular que se conoce como signo de Romaña, y que aparece

cuando la infección tiene lugar por la conjuntiva ocular. Ambos signos son

autolimitados y desaparecen con lentitud al cabo de 30 a 60 días.

La fase aguda puede durar hasta 60 días y se caracteriza por alta

parasitemia y una respuesta inflamatoria general (fiebre, dolor de cabeza, edema

periférico, signo de Romaña) de variable intensidad, dolores musculares y en

articulaciones, somnolencia, calambres y diarrea, edema, disturbios respiratorios

(Dumonteil, 1999; Teixeira, Nascimento y Sturm, 2006). La mayoría de pacientes

23



no recuerdan la fase aguda de la enfermedad, la cual es frecuentemente

tratada como una enfermedad febril común (Dumonteil, 1999).

También se ha encontrado un incremento de los niveles de globulinas

séricas y un decremento de los de albúmina; asimismo, pueden encontrarsealteraciones electrocardiográficas, en especial arritmias y taquicardias, e incluso

miocarditis, que pueden ser fatales (Becerril y Romero, 2004). El 95% de los casos

son asintomáticos. Se puede estimar que la mortalidad en esta fase de la

infección esta entre 1:2500 y 1:5000. La muerte en la fase aguda de la

enfermedad es causada por miocarditis o meningoencefalitis, con

complicaciones acompañantes tales como bronconeumonía (Teixeira y cols.,

2006).

B. Fase subclínica (indeterminada). La infección aguda es seguida de una etapa

intermedia asintomática que puede durar de 5 a 40 años, durante la cual, el

sistema inmune parece ser capaz de reducir los tripanosomas circulantes por

debajo de los niveles detectables microscópicamente (Becerril y Romero, 2004;

Dumonteil, 1999), en este lapso pueden manifestarse alteraciones

electrocardiográficas aisladas (en particular arritmias y taquicardias) y en algunos

casos puede ocurrir muerte súbita sin causa aparente si no se establece undiagnóstico oportuno de la enfermedad (Becerril y Romero, 2004).

Varios estudios de la función neurovegetativa han revelado cambios en los

sistemas nerviosos simpático y parasimpático. Se han encontrado cambios en la

producción de saliva y sudor, la contractibilidad de la vesícula biliar, el umbral de

conductancia de la piel, la frecuencia cardiaca, en control de la tensión arterial y la

presión esofágica y gástrica. Se han detectado cambios de las concentraciones

de neurotransmisores, como catecolaminas y acetilcolina, o enzimas conexas, y

de las sustancias purinérgicas. También se han observado cambios de los

potenciales somatosensoriales y auditivos cerebrales, que se han relacionado con

modificaciones de la mielina del sistema nervioso central (Organización Mundial de

la Salud, 2002).

24



C. Fase crónica. Esta se desarrolla aproximadamente en el 30 al 40% de los

pacientes infectados y corresponde a la lenta destrucción de células infectadas

por la forma de amastigote del parásito. Afecta corazón y en menor grado tambiénórganos digestivos (principalmente colon y esófago) y tejidos nerviosos (Becerril y

Romero, 2004; Dumonteil, 1999; Teixeira, Nascimento y Sturm, 2006), provocando

cardiopatía crónica y alteraciones crónicas digestivas y neurológicas (Becerril y

Romero, 2004). La parasitemia baja hasta niveles indetectables y desaparecen los

síntomas generales y las manifestaciones clínicas de miocarditis aguda y

meningoencefalitis. Estos cambios parasitológicos y clínicos suelen producirse

entre 4-8 semanas después de la infección. Se cree que la parasitemia en los

pacientes no tratados disminuye como consecuencia del equilibrio alcanzado

entre el parásito y la respuesta inmunitaria del huésped. Dicho equilibrio puede

durar toda la vida del paciente y se pueden detectar anticuerpos IgG contra T.

cruzi (Organización Mundial de la Salud, 2002).

Los signos clínicos de miocarditis generalmente aparecen en pacientes con

edades entre 30 y 50 años. Algunas alteraciones cardiacas tales como

extrasístoles o bloqueos aurículo-ventriculares se observan con relativafrecuencia, pero ninguna es totalmente específica de la cardiomiopatía

chagásica. Las arritmias son expresiones usuales en estos pacientes. El corazón

sufre una dilatación progresiva que lleva a una cardiomegalia visible en

radiografía y en el ECG, además se reconocen alteraciones del complejo QRS y

las ondas P y T (Becerril y Romero, 2004). La enfermedad cardiaca crónica de

Chagas afecta a ambos sexos, frecuentemente entre 30 y 45 años. Se ha reportado

que el 58% de los pacientes con enfermedad cardiaca crónica de Chagas

muestran severos signos de insuficiencia cardiaca y con frecuencia mueren de 7

meses a 2 años después del inicio de los síntomas (Teixeira, Nascimento y Sturm,

2006).

25



2.4 DIAGNÓSTICO

2.4.1 Evolución del diagnóstico

Después de la publicación y descubrimiento de la tripanosomiasis

americana por el Dr. Chagas en 1909, se desarrollaron diversos métodos para

el diagnóstico de la infección que se han ido perfeccionando y/o cambiando hasta

la actualidad. El progreso del diagnóstico se ha dividido en tres etapas:

• Primer periodo. Para el diagnóstico en la fase aguda, Chagas desarrolló el

análisis directo de gotas de sangre fresca y la inoculación en animales, eldiagnóstico serológico fue implantado por Guerreiro y Machado en 1913 y el

diagnóstico parasitológico (xenodiagnóstico) fue introducido por Brumpt en 1914.

Hasta 1960 los diagnósticos se realizaron con estas mismas herramientas;

xenodiagnosis para el diagnóstico parasitológico y fijación del complemento

para el diagnóstico serológico de la fase crónica.

• Segundo periodo. Este comprendió entre 1960 y 1975; en estos años se

realizaron los mayores avances. Para la fase aguda se desarrolló el métodoStrout para hemoflagelados y después, el microhematocrito, principalmente

para recién nacidos y niños. También se describió el IgM-IFI como un método

seguro para el diagnóstico de la fase aguda (incluyendo la adquirida

transfusionalmente). Para la fase crónica, el diagnóstico parasitológico incluye

el hemocultivo, disputando sensibilidad con el xenodiagnóstico. El diagnóstico

serológico fue establecido firmemente, primero con la estandarización de la

reacción de fijación del complemento (CFR) por Almeida y Fife y también con la

introducción de la hematoaglutinación indirecta e inmunofluorescencia indirecta.

Estos últimos se prefieren al CFR.

• Tercer periodo: de 1975 a la actualidad. El diagnóstico parasitológico recibió

importante ayuda con las técnicas de amplificación de la reacción en cadena

de la polimerasa (PCR), los hemocultivos fueron mejorados después de

26



sustanciales modificaciones. En el diagnóstico serológico se incluyen ELISA

(Inmunoanálisis ligado a enzimas) y se empieza a utilizar antígenos purificados

como GP90kDa, GP72kDa, GP25kDa, y poco después se evalúan y utilizan

antígenos recombinantes y péptidos sintéticos (Luquetti, 1999).

2.4.2 Diagnóstico clínico

Dentro de los métodos serológicos más aplicados durante todas las fases

de la enfermedad se encuentran la hematoaglutinación indirecta, el método

ELISA, la inmunofluorescencia y la inmunodetección en soportes sólidos (Western

blot) (Becerril y Romero, 2004).

En la fase aguda se puede establecer un diagnóstico directo con la

observación del parásito en frotis de sangre (Becerril y Romero, 2004; Teixeira,

Nascimento y Sturm, 2006); también es posible recurrir a otros métodos de

diagnóstico, como la inoculación de sangre del paciente en animales de

experimentación, el hemocultivo y el xenodiagnóstico (Becerril y Romero, 2004).

Debido a los síntomas inespecíficos que se presentan en la fase aguda, en el

diagnóstico diferencial debe considerarse la fiebre tifoidea, esquistosomiasis,

toxoplasmosis, mononucleosis infecciosa, paludismo, brucelosis y otras anomalías

no infecciosas como la glomerulonefritis, alergias (por el signo de Romaña) y

mordeduras de insectos (por el chagoma) (Becerril y Romero, 2004).

Para el diagnóstico en la fase crónica; debido a la fase intracelular que

adquiere el parásito, la observación en muestras de sangre es inadecuada y resulta

de mayor utilidad el xenodiagóstico. El xenodiagnóstico consiste en utilizar

triatominos no infectados alimentados con la sangre del paciente, y efectuar

observaciones directas de las heces fecales en busca del parásito en los días

30 y 60 después de alimentarse. Un diagnóstico paralelo tentativo se puede

hacer inoculando sangre tratada con citrato en un medio de cultivo axénico para

buscar al parásito varios días después (hemocultivo). La sensibilidad de ambos

27



métodos varía con la habilidad de los parásitos para multiplicarse en medio

fresco y esto requiere de largos periodos de tiempo.

La detección inmediata de la enfermedad de Chagas crónica se basa en

la demostración indirecta de anticuerpos específicos anti-T cruzi en sueros depacientes o basados en pruebas de ácidos nucleicos. Las pruebas de alta

fidelidad para detectar anticuerpos específicos incluyen la hematoaglutinación

indirecta, inmunofluorescencia indirecta, ELISA. Los rangos de sensibilidad de las

pruebas individuales están entre 96.5 a 100% y de especificidad de 87 a 98.9%.

Sin embargo, se puede presentar reactividad cruzada de los anticuerpos a los

antígenos específicos de T. cruzi en el suero de algunos pacientes con otras

infecciones por quinetoplástidos, con otro parásito intracelular o con enfermedades

bacterianas (malaria, toxoplasmosis, paracoccidioidomicosis, tuberculosis, lepra,

sífilis o pemfigus) y con algunas condiciones autoinmunes (artritis reumatoide,

lupus eritematoso sistémico) aunque con títulos mucho más bajos.

Diagnósticos diferenciales se pueden obtener utilizando ensayos de

inmunoblot. El diagnóstico se puede confirmar empleando pruebas de ácidos

nucleicos, como la amplificación de la reacción en cadena de la polimerasa (PCR)

con primers específicos. Para evitar, tanto los falsos negativos como los falsospositivos, se requieren al menos dos pruebas inmunológicas para confirmar el

diagnóstico de la enfermedad de Chagas (Teixeira, Nascimento y Sturm, 2006).

En la fase crónica se debe considerar que la cardiopatía chagásica es una

cardiopatía dilatada que produce los signos y síntomas de una insuficiencia

cardiaca, por lo que hay que tenerla en cuenta para el diagnóstico diferencial de

otras cardiomiopatías, por ejemplo la reumática, la cardiopatía congestiva

idiomática, la insuficiencia cardiaca y la cardiomiopatía dilatada. Las alteraciones

del sistema digestivo se manifiestan en la forma de dilataciones del tubo

digestivo, en particular del esófago (megaesófago) y colon (megacolon). Al parecer,

la virulencia de las cepas o la sensibilidad de los pacientes, o ambas cosas,

tienen importancia para que se presenten estas afecciones, ya que se localizan

28



en áreas específicas dentro de las zonas endémicas. La disfagia es el

síntoma más común del megaesófago y puede producir un estado de

desnutrición progresivo, mientras que el estreñimiento crónico y la

compactación fecal se vinculan con el megacolon (Becerril y Romero, 2004).

29



2.5 TRATAMIENTO

Para combatir la infección se utilizan dos fármacos nitroheterocíclicos: el

Nifurtimox (4-(5-nitro-furilidenoamina)-tetrahidro-4-4-1,4- tiozina-1-1-dióxido) y el

Benznidazol (N-benzil-2-nitroimidazolacetamida) (Barret y cols., 2003; Brunton, Lazo

y Parker, 2006; Urbina, 2002). Estos dos fármacos fueron introducidos a finales

de 1970 y son tripanocidas contra las formas de tripomastigote y amastigote de T.

cruzi (Brunton y cols., 2006; Castro, Montalto de Mecca y Bartel, 2006). Los dos

agentes suprimen la parasitemia y pueden curar la fase aguda de la enfermedad

de Chagas en 60 a 80% de los casos (Brunton y cols., 2006; Castro y cols., 2006;

Teixeira, Nascimento y Sturm, 2006). Los resultados obtenidos con ambosfármacos varían de acuerdo a la fase de la enfermedad de Chagas, periodo de

tratamiento, dosis, edad y origen geográfico de los pacientes (Rodrigues y de

Castro, 2002), probablemente debido a las diferencias en la susceptibilidad al

fármaco entre las diversas cepas de T. cruzi (Castro y cols., 2006; Urbina, 2002).

Las estructuras químicas de estos fármacos se muestran en la figura 10.

La efectividad de estos fármacos es mejor para las formas extracelulares

de T. cruzi presentes en la fase aguda, que para las intracelulares que

causan la enfermedad crónica (Castro y cols., 2006).

Figura 10. Estructuras químicas de Nifurtimox y Benznidazol. Tomado de Castro y Cols., 2006.

30



radicales como nitroanión (RNO˙-2) e hidronitróxido (RNHO˙) para Nifurtimox y

Benznidazol, respectivamente. El proceso general nitrorreductivo de ambos

compuestos se muestra en la figura 11 (Castro y cols., 2006; Teixeira, Nascimento

y Sturm, 2006).

Figura 11. Posibles vías metabólicas nitrorreductivas para Nifurtimox y Benznidazol.La nitrorreducción de ambos compuestos resulta en la activación, en lugar de sudetoxificación. Modificado de Castro y cols., 2006.

La toxicidad del fármaco afecta al parásito y también a cualquier otra célula

del cuerpo humano. La reducción del grupo nitro aumenta el potencial mutagénico

debido a que los radicales libres se unen a las dobles cadenas de DNA

(Teixeira, Nascimento y Sturm, 2006). Por los problemas con la toxicidad, el

fármaco preferido es el Benznidazol. Ambos aminoran la parasitemia, la morbilidad

y la mortalidad de la enfermedad aguda de Chagas (Brunton y cols., 2006).

Los niños toleran el Nifurtimox y el Benznidazol mejor que los adultos

(Barret y cols., 2003; Brunton y cols., 2006), es frecuente que surjan efectos

adversos por los fármacos; varían desde reacciones de hipersensibilidad como

dermatitis, fiebre, ictericia, infiltrados pulmonares y anafilaxia hasta complicaciones

dependientes de la dosis y la edad (Brunton y cols., 2006; Prata, 2001), que se

pueden presentar en las vías gastrointestinales y los sistemas nerviosos periférico

y central.

32



Los efectos colaterales más frecuentes con el tratamiento de Nifurtimox son

anorexia, pérdida de peso, alteraciones psíquicas, excitabilidad o sueño,

manifestaciones digestivas como nausea, vómito, ocasionalmente cólicos

intestinales y diarrea. Las reacciones adversas con Benznidazol se pueden

clasificar en tres grupos: 1) síntomas de hipersensibilidad, dermatitis con

erupciones cutáneas, fiebre generalizada, linfadenopatía, dolor muscular y articular;

2) depresión de médula ósea, púrpura trombocitopénica y agrunolocitosis, la

manifestación más severa; y 3) polineuropatías, parestesia y polineuritis de nervios

periféricos (Rodrigues y de Castro, 2002).

El uso de nitroderivados en el tratamiento de la enfermedad de Chagas

aguda ha tenido limitado éxito. Los resultados de diversas investigacionessugieren que el tratamiento con fármacos de nitroderivados no previenen el inicio

de lesiones en los órganos afectados (Brunton y cols., 2006; Teixeira, Nascimento

y Sturm, 2006), sin embargo, el empleo de estos fármacos para el tratamiento de

las infecciones crónicas disminuye los síntomas clínicos (Brunton y cols., 2006;

Prata, 2001).

33



III. LA ENFERMEDAD DE CHAGAS COMO PROBLEMA DE SALUD

3.1 PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA

A pesar del impacto económico y social de la enfermedad de Chagas, los

intentos por erradicar el vector transmisor han resultado infructuosos, y en la

actualidad los fármacos antichagásicos prescritos son únicamente dos: Nifurtimox

y Benznidazol, los cuales tienen limitada eficacia para el tratamiento de esta

enfermedad, dado que son efectivos en las primeras etapas de la misma, pero en

muchos casos no hay un diagnóstico preciso y oportuno, y en otros, se oculta tras

diversos cuadros clínicos.

Las complicaciones de la enfermedad de Chagas son incapacitantes,

afectan la calidad de vida del paciente y debido a la cercanía o convivencia con

el vector transmisor del parásito causativo T. Cruzi, es en los estratos económicos

más bajos donde presenta mayor incidencia.

Las diversas fases morfológicas del agente patógeno de la enfermedad deChagas, disminuye la eficacia de los fármacos empleados hoy día, y debido a

los altos costos que se requieren para la investigación farmacéutica contra esta

enfermedad son pocos los laboratorios que continúan en la búsqueda de nuevas

alternativas de tratamiento. No obstante, con los avances en el conocimiento de

las bases fisiológicas y bioquímicas del agente etiológico se ha presentado cierto

grado de progreso en el desarrollo de la quimioterapia antichagásica. La

identificación de diferencias entre el metabolismo humano y el del parásitocausativo, ha proporcionado esperanzas de descubrir nuevas terapias eficaces

para el tratamiento de este mal y algunos laboratorios localizados en América e

incluso en algunos países de Europa ofrecen adelantos significativos.

34



Debido al nivel sociocultural de la población afectada, así como el largo e

insidioso desarrollo de la enfermedad de Chagas, es importante considerar que se

dificulta la difusión y aplicación de medidas higiénicas que pudieran incidir en la

disminución del vector, por otra parte, estos sectores poblacionales, poseen

reducidas oportunidades de ejercer presión específica a las instituciones de salud,

tanto para la investigación farmacológica como para el diagnóstico y la aplicación

de tratamientos pertinentes.

35



3.2 OBJETIVOS

Objetivo General

Analizar las actuales alternativas farmacológicas en diferentes fases de

desarrollo, así como las estrategias de quimioterapia antichagásica a partir de

diversos blancos para identificar la factibilidad de estas.

Objetivos Específicos

• Identificar el estado actual del conocimiento respecto a la enfermedad de

Chagas en los aspectos etiológico y de transmisión.

• Analizar las rutas metabólicas del parásito, comparando con las del

huésped mamífero, para determinar posibles blancos más específicos y

analizar, a partir de los mismos, diversas opciones farmacológicas.

• Examinar las opciones farmacológicas antichagásicas empleadas en la

actualidad, asi como el desarrollo de alternativas mediante el análisis de

los mecanismos de acción para establecer la viabilidad de las mismas.

Para el cumplimiento de los objetivos planteados se llevó a cabo una

exhaustiva investigación documental, cuyos resultados se muestran en el apartado

siguiente.

36



IV. RESULTADOS

4.1 LOS POSIBLES BLANCOS TERAPEÚTICOS

Los fármacos disponibles para el tratamiento de la enfermedad de

Chagas, Nif y Benz, cuya actividad anti-T. cruzi se descubrió empíricamente, tienen

marcada diferencia en la eficacia en sus dos fases y frecuentemente presentan

efectos colaterales fatales, por lo que resulta necesario el desarrollo de fármacos

efectivos y específicos para el tratamiento de ambas fases de esta enfermedad.

Los avances en el estudio de la bioquímica básica de T. cruzi han permitido la

identificación de posibles blancos para la quimioterapia antichagásica, entre los

que se incluyen enzimas como tripanotión reductasa, cistein proteinasa,

hipoxantina-guanina fosforribosoltransferasa, gliceraldehido-3-fosfato

deshidrogenasa, dihidrofolato reductasa y farnesilpirofosfato sintasa, el metabolismo

de esteroles y el de aminoácidos, entre otros. En los siguientes apartados se

analizan los fármacos y sustancias químicas que se encuentran en

investigación y los blancos sobre los cuales actúan.

4.1.1 Inhibidores del metabolismo tiol o tripanotión

En la mayoría de eucariontes existen diversas vías para proteger a las

células del estrés oxidativo que comprenden tanto mecanismos enzimáticos como

no enzimáticos; en el primer grupo se tiene la participación de superóxido

dismutasa, catalasa, glutatión peroxidasa y glutatión-S-transferasas, y en el segundose incluye la utilización de compuestos reductivos como α-tocoferol, ascorbato, β-

caroteno y glutatión reducido, entre otros. El glutatión participa manteniendo un

ambiente intracelular reducido; los equivalentes reducidos son transferidos del

NADPH al hidroxiperóxido por acción de la glutatión reductasa (GR) , glutatión y

peroxidasas dependientes de glutatión.

37



En contraste, los tripanosomátides poseen un sistema redox centrado en el

tripanotión (N1,N8-bis(glutationil)-espermidina); un tiol de bajo peso molecular que

consiste en dos moléculas de glutatión unidos por espermidina. En estos

organismos el tripanotión es mantenido como dihidrotripanotión por la actividad de

la enzima tripanotión reductasa (TR). TR es una flavoproteína dependiente de

NADPH que pertenece a la familia de oxidoreductasas FAD-disulfuro, donde

también se encuentran lipoamida deshidrogenasa y tioredoxin reductasa. Estas

enzimas son homodímeros con una subunidad de aproximadamente 50, 000 kDa

de peso molecular, contiene FAD (dinucleótido flavina-adenina) como cofactor y

un puente ditiol-disulfuro esencial para la catálisis (Schmidt y Krauth-Siegel,

2002). TR mantiene al tripanotión en su forma reducida y capaz de ser oxidadopor la tripanotión oxidasa, ocasionando la reducción de niveles de radicales

libres y contribuyendo al mantenimiento de un ambiente intracelular reducido

(Ariyanayagam, Oza, Mehlert y Fairlamb, 2003; Barret y cols., 2003; de Oliveira y

cols., 2006; Rodrigues y de Castro, 2002; Urbina, 2002).

La biosíntesis de tripanotión representa la convergencia de dos distintas

vías metabólicas; la biosíntesis de glutatión y poliaminas, las cuales son

esenciales para la proliferación celular y diferenciación en la mayoría de

organismos (Ariyanayagam y cols., 2003; Oza, Tetaud, Ariyanayagam, Warnon y

Fairlamb, 2002). T. brucei y Leishmania spp pueden sintetizar poliaminas de novo, y

los epimastigotes de T. cruzi no pueden, pero en cambio poseen transportadores

de diamina inducibles de alta afinidad para tomar putrescina y cadaverina

exógenos, los cuales pueden ser convertidos a espermidina y

aminopropilcadaverina, respectivamente.

Oza y cols. en 2002, demostraron que la misma enzima (Tripanotion

sintetasa; TcTryS) era capaz de sintetizar glutationilespermidina y tripanotión de

espermidina, y también glutationilanimopropilcadaverina y homotripanotión de

aminopropilcadaverina, además mostraron que esa enzima es una bifuncional

38



sintetasa/amidasa capaz de hidrolizar tripanotión, homotripanotión y

glutationilespermidina. A diferencia de C. fasciculata y E. coli, TcTryS cataliza todos

los pasos biosintéticos de glutatión y espermidina a tripanotión y todos los

subsecuentes pasos hidrolíticos reversibles. En la figura 12 se muestran las

enzimas que participan en la biosíntesis de glutatión y tripanotión en T.

cruzi.

Figura 12. Biosíntesis de glutatión y tripanotión en T. cruzi. Glutatión es sintetizado en dosreacciones consecutivas dependientes de ATP, y dos moléculas de tripanotión se conjugan conespermidina para sintetizar tripanotión. También se forma por la reducción de tripanotión disulfuro(Modificado de Maya y cols., 2007 y Schmidt y Krauth-Siegel, 2002).

Además de participar en el mantenimiento del sistema tiol-redox, en la

defensa contra oxidantes mediante la reducción de hidroperóxidos y en la

regulación de los niveles de espermidina, se ha reportado la participación del

tripanotión en otras funciones vitales del parásito, tales como defensa por

reducción o S-conjugación de xenóbioticos, secuestro y exportación de metalespesados, síntesis de desoxirribonucleótidos y en la homeostasis de ascorbato

(Augustyns, Amssoms, Yamani, Rajan y Haemers, 2001; Maya y cols., 2007;

Schmidt y Krauth-Siegel, 2002).

Tripanotión[T(SH)2]

Glutationilespermidina

sintetasaGlutatión

(GSH)Glutatiónsintetasa

γ-glutamilcisteina

Glutamato+

Cisteina γ-glutamilsintetasa

Glicina

Espermidina

Glutationilespermidina

Glutatión(GSH)

Tripanotiónsintetasa

Tripanotión disulfuro(TS2)

Tripanotiónreductasa (TR)

39



Willkinson, Temperton, Mondragon y Kelly en 2000, demostraron la

existencia de dos peroxidasas en T. cruzi que participan en la reducción de

hidroperóxidos; una mitocondrial (Peroxirredoxina mitocondrial; TcMPX) y otra

citosólica (Peroxirredoxina citoplasmática: TcCPX), las cuales son miembros de la

familia peroxirredoxina de proteínas antioxidantes que a diferencia de sus

contrapartes mamíferas, son tripanotión dependientes. TcMPX y TcCPX son

capaces de proteger al parásito de peróxidos de origen endógeno y exógeno.

Para el sistema glutatión, Wilkinson, Meyer, Taylor, Bromley, Miles y Kelly en 2002

identificaron dos peroxidasas dependientes de glutatión en T. cruzi; TcGPXI y

TcGPXII, ambas enzimas pueden metabolizar ácidos grasos y fosfolípidos, y

únicamente TcGPXI puede metabolizar hidroperóxidos de cadenas cortas. Ninguna

puede metabolizar peróxido de hidrógeno. En la figura 13 se muestra elesquema propuesto para el metabolismo de peróxidos dependiente de tripanotión

en tripanosomátides.

Figura 13. Esquema propuesto para el metabolismo hidroperóxido dependiente de tripanotión enT. cruzi. (TS2) es reducido a dihidrotripanotión (T[SH]2) por la flavoproteina tripanotión reductasadependiente de NADPH (TR). Actualmente existe evidencia para distintas vías redox unidas aesta reacción: A, la vía mediada por triparredoxina. Peroxirredoxinas (TPx) reducen hidroperóxido(ROOH) a su alcohol correspondiente (ROH), pero solo en presencia de triparredoxina (TPN); unamolécula similar a tiorredoxina. B, la vía dependiente de glutatión. Dihidrotripanotión puedetambién interactuar con glutatión oxidado (GSSG) para generar glutatión reducido (GSH). Lasperoxidasas dependientes de glutatión TcGPXI y TcGPXII. También se muestra que TcGPXI puedetambién reducir hidroperóxidos por una vía mediada por triparredoxina. (Modificado de Wilkinson ycols., 2002).

40



Triparredoxina peroxidasa (TXNPx) es una enzima hidroperóxido

detoxificante del sistema antioxidante tripanotión, requiere de triparredoxina (TXN)

como sustrato y es miembro de la familia peroxirredoxina (proteínas antioxidantes)

y es relacionada con tiorredixina peroxidasa de mamíferos. TXNPx reduce peróxido

de hidrógeno y peróxidos de lípidos y ha sido localizada en citosol y en

mitocondrias de T. cruzi y ambas protegen al parásito de peróxidos exógenos

(Augustyns y cols., 2001). Triparredoxina es el segundo miembro en el

metabolismo peróxido dependiente de tripanotión, se ha identificado Triparredoxina

I y II, las cuales difieren en la secuencia de aminoácidos. TXN es considerada

como miembro de la superfamilia de proteínas tiorredoxina. De acuerdo a

análisis cinéticos, la regeneración de TXN reducido por tripanotión puede serconsiderado como el paso limitante en la cascada peróxido-tripanotión y es

muy probable que TXN participe como mediador redox en otras reacciones; existe

evidencia de que TXN reducido es sustrato de ribonucleótido

reductasa (Augustyns y cols., 2001).

La enzima ribonucleótido reductasa cataliza la reducción de

ribonucleótidos a sus respectivos desoxirribonucleótidos y dicha reacción es

esencial para la síntesis de novo de precursores de DNA, existe evidencia de

que TXN reducido es sustrato de ribonucleótido reductasa (Augustyns y cols.,

2001) y de que tripanotión y triparredoxina tienen la capacidad de mantener a la

ribonucleótido reductasa enzimáticamente activa (Schmidt y Krauth-Siegel, 2002).

Las otras funciones propuestas para el tripanotión, han sido estudiadas en

otras especies, y el mecanismo exacto se desconoce actualmente.

Debido a la función esencial del tripanotión en T. cruzi y a las diferencias

bioquímicas existentes con su contraparte mamífera (glutatión) y con las enzimas

involucradas en su metabolismo, este se considera como uno de los blancos

farmacológicos para el diseño de fármacos anti-T. cruzi. Tripanotión reductasa

41



(TR) es la enzima más estudiada y conocida del metabolismo tripanotión, ha sido

identificada y aislada en todos los miembros tripanosomátides y se considera

como una enzima esencial de estos organismos. La determinación de la

estructura del centro activo de TR ha permitido la búsqueda y diseño de inhibidores

de esta enzima como una alternativa de nuevos tratamientos antichagásicos.

Un primer grupo de inhibidores reportados fue llamado “sustratos

subversivos” o inhibidores turncoat como nitrofuranos y naftoquinonas

(Augustyns y cols., 2001; Rodrigues y de Castro, 2002; Schmidt y Krauth-Siegel,

2002). Estos compuestos que convierten una enzima anti-oxidativa en una pro-

oxidativa; son reducidos por TR a su respectivo radical y este reacciona con

oxígeno para producir radicales aniónicos superóxido. Concomitantemente, seinhibe la reducción de tripanotión disulfuro (Augustyns y cols., 2001; Schmidt y

Krauth-Siegel, 2002). La capacidad de TR de catalizar la reducción de compuestos

que de manera espontánea se reoxidan produciendo superóxido, constituye una

subversión del papel fisiológico normal de la enzima (Henderson y cols., 1988).

Figura 14. I-III: estructuras de naftoquinonas, IV-VIII: estructuras de derivados nitrofuranosevaluados contra tripomastigotes de T. cruzi por Henderson y cols., 1988.

42



Los primeros sustratos subversivos de TR fueron derivados de nitrofuranos

y naftoquinonas sintetizados e investigados por Henderson y cols. en 1988 (figura

14), quienes realizaron ensayos enzimáticos y análisis cinéticos de la actividad

de TR purificada de C. fasciculata (observando la oxidación dependiente de

sustrato de NADPH) y ensayos tripanocidas de los compuestos (I-VIII)

comparándolos con Nif en cultivos celulares de músculo liso de la vena safena

humana (HSVSM) infectados con tripomastigotes. Los resultados obtenidos

muestran que TR cataliza la reducción de naftoquinonas y nitrofuranos, siendo

menos activa en el compuesto I, y que además actúan como sustratos

subversivos produciendo radicales superóxido, y que inhiben la reducción

catalizada por TR. El pretratamiento de T. cruzi con los compuestos II-VIII

disminuyó la capacidad del parásito para infectar a células HSVSM y fueronmás efectivos que Nif. En conclusión, los compuestos III-VIII (una naftoquinona y

cinco derivados nitrofuranos) fueron efectivos sustratos subversivos de TR,

además su actividad biológica fue relacionada con su capacidad de actuar como

sustratos de TR y mostraron menor efectividad en relación a Tripanotión disulfuro

como sustratos de TR.

Blumenstiel y cols. en 1999, evaluaron la capacidad de sustratos

inhibitorios y subversivos de TR en T. cruzi de varios nitrofuranos y compararon

dicha actividad contra otras flavoenzimas (lipoamida deshidrogenasa (LipDH) y

glutatión reductasa (GR)) que también catalizan la reducción dependiente de

NADPH de sustratos disulfuros. Este grupo reportó la interacción de nitrofuranos

utilizados clínicamente como antimicrobianos con LipDH y TR de T. cruzi en

comparación a LipDH y GR de mamíferos; todos interfirieron con la actividad de TR

y GR y ninguno inhibió LipDH. Nifuroxazida, nifuroxima, y nifurprazina fueron

efectivos como sustratos subversivos de TR y no se detectó la respectiva reacción

con GR; mostrando efectos antiparasitarios notables en cultivos de T. cruzi y T.

brucei.

43



Investigaciones de Zani y cols. reportaron la actividad in vitro de varios

derivados naftotiofenquinonas contra las formas de epimastigotes y tripomastigotes

de T. cruzi y la inhibición de TR y demostraron que 8-Metoxi-nafto[2,3-b]tiofen-4,9-

quinona (TNQ2) fue capaz de inhibir la actividad de TR en 87% a una

concentración de 100 μM después de 30 minutos de incubación y la inhibición de

crecimiento de epimastigotes tuvo una IC50 de 14.3 μM. En 2003, Zani y Fairlamb,

investigaron la cinética de inhibición del mismo compuesto contra TR de T. cruzi

y glutatión reductasa humana (hGR) de eritrocitos, reportando que 100 μM de

TNQ2 fue menos efectivo en hGR (la actividad de la enzima se redujo solo 15%),

indicando con esto una alta selectividad para TR (fue inhibida aproximadamente

75%) y además que la inhibición encaja con el modelo no competitivo con

respecto al sustrato tripanotion y al cofactor (NADPH). En la forma detripomastigote sanguíneo, TNQ2 se reporta una efectividad parcial de 27% a

concentraciones de 200 μM.

Subsecuentemente la estructura de neuroepilépticos tricíclicos mostró ser

una prometedora clase de inhibidores TR y basados en técnicas de diseño

computacional algunos compuestos tricíclicos fueron investigados (Rodrigues y de

Castro, 2002). Acridina y mepacrina (quinacrina) fueron los primeros identificados

como inhibidores competitivos de TR de T. cruzi (Schmidt y Krauth-Siegel, 2002).

Algunos compuestos de la series de 2-amino difenilsulfuros que tienen

menor actividad neuroléptica que las fenotiazinas, fueron potentes inhibidores de

TR (Augustyns y cols., 2001; Rodrigues y de Castro, 2002).

Fournet y cols. han reportado la actividad tripanocida de alcaloides

bisbenzilisoquinolinas (BBIQ) contra las formas de epimastigotes de T. cruzi in

vitro, posteriormente confirmaron su actividad tripanocida contra las formas

sanguíneas del mismo parásito. Alcaloides BBIQ se han descrito como

compuestos antiprotozarios y antiinflamatorios y en ratones de la cepa BALB/c

infectados con T. cruzi mostraron actividad en la fase aguda cuando se

administraron oralmente; con curina, cicleanina, isotetrandrina, limacina y feantina

44



se obtuvo cura parasitológica y además se encontró una correlación entre la

actividad inhibitoria de TR y la concentración letal para los parásitos. Fournet y

Cols. en 2000, compararon la eficacia de ceferantina (extracto de corteza de raíz

de Stephania cepharantha(Menispermaceae)) y dafnolina (extraída de la corteza de

la raíz de Albertisia papuana(Menispermaceae)) con la de Benz en ratones de la

cepa BALB/c infectados con T. cruzi (cepa CL) en la forma aguda y crónica, y se

obtuvo que el tratamiento con dafnolina incrementó la cura parasitológica y

serológica, comparada con el tratamiento con Benz, mostrando efectos más

importantes en la infección crónica que en la aguda. Ceferantina alcanzó un rango

de cura serológica similar a Benz en la infección crónica, con un menor

rango de mortalidad. El mecanismo de acción de alcaloides BBIQ no es bien

conocido, pero con estos resultados se confirma, en parte, que es inhibidor deTR, y también hay estudios donde se demuestra su capacidad para bloquear los

canales de calcio.

Lignanos es una clase de productos naturales que poseen propiedades

biológicas importantes; los lignanos tetrahidrofuranos veraguensin y grandisin

fueron activos in vitro a 5 µg/ml contra la forma tripomastigote de T. cruzi presente

en sangre murina, ocasionando el 100% de lisis del parásito sin daño en

eritrocitos. La actividad de estos lignanos fue 50 veces más alta que la de

violeta de genciana; el fármaco de referencia (de Oliveira y cols., 2006). De Oliveira

y cols., en 2006 sintetizaron estos compuestos naturales y algunos análogos para

evaluar su actividad contra T. cruzi en las formas tripomastigote y amastigote en

ratones de la cepa Swiss albino. la ruta sintética de veraguensin y grandisin

involucra intermediarios arilfuranos (figura 15), los cuales tienen un amplio

espectro de actividades biológicas; como acción antimicrobiana, efectos contra

enfermedades neurodegenerativas, cardiovasculares y proliferativas, actividad

inhibitoria contra las enzimas farnesiltransferasas y a los que se les evaluó su

efecto sobre la TR y sobre las formas de tripomastigote y amastigote del

parásito. El compuesto 12 fue el que proporcionó resultados alentadores (mostró

mayor efectividad para inhibir TR y los compuestos 7 y 14 fueron activos contra

45



amastigotes) aunque se necesita realizar mayor investigación sobre su

mecanismo de acción.

Figura 15. A: ligans con actividad tripanocida. B: Estructuras químicas de 2-arilfuranos (5-7) y 2,5-diarilfuranos (8-15) a los cuales se les evaluó su actividad tripanocida. Tomado de de Oliveira ycols., 2006.

En algunos artículos se ha mostrado que la susceptibilidad de algunascadenas de T. cruzi a Nif y Benz se correlacionan negativamente con los niveles

de tiol libre intracelular (Tripanotión y glutatión) y que butionin sulfoximina

(BSO), el cual es un inhibidor de glutatión, vuelve más susceptible al parásito T.

cruzi con los efectos citotóxicos de Nif y Benz. Maya y cols. en 2004, usando

cultivos de epimastigotes de varias cepas de T. cruzi (Tulahuén, LQ y MF y

clones CL-Brener y Dm28c), reportaron que la susceptibilidad a Nif y Benz está

asociado con los niveles de glutatión libre y/o conjugado y también indicaron que

al agregar a los cultivos de parásitos BSO las concentraciones de glutatión y

tripanotión intracelulares disminuían enormemente. BSO es un aminoácido análogo

que inhibe la síntesis de glutationilcisteina y de esta manera inhibe también la

síntesis de glutatión y tripanotión. BSO es un análogo del intermediario formado en

la reacción catalizada por γ-glutamilcisteina sintetasa; BSO es fosforilado en el sitio

46



activo de esta enzima y la inhibición irreversible resulta de la unión de butionin

sulfoximina fosfato, esta inhibición resulta dependiente de tiempo y

dosis (Faundez y cols., 2005).

Considerando las observaciones anteriores, Faundez y cols. en 2005,

realizaron un estudio sobre la manera en que Nif, Benz y la combinación de los

anteriores con BSO afectan las formas de tripomastigote, amastigote y

epimastigote de T. cruzi, referente al contenido tiol (tripanotión y derivados del

glutatión), velocidad de crecimiento y supervivencia. En este estudio se utilizaron

cultivos de epimastigotes de la cepa MF en una densidad inicial de 3x106

epimastigotes/ml, cultivos de células Vero infectadas con tripomastigotes en una

densidad final de 107 parásitos/ml y para obtener amastigotes se emplearoncultivos de células Vero infectados con tripomastigotes en una concentración de

6x106 parásitos/25 cm, lo cual indujo ruptura celular y liberación de amastigotes al

medio. En epimastigotes se observó el efecto de los fármacos sobre el

crecimiento del parásito por nefelometría durante 10 días, y en epimastigotes,

tripomastigotes y amastigotes se determinó la cantidad de glutatión y tripanotión

por cromatografía líquida de alta presión (HPLC). Entre los resultados obtenidos

destacan los siguientes: 500μM de BSO produjeron un decremento en la

concentración de glutatión y derivados en las tres formas del parásito, la

adición de esta misma dosis disminuyó la concentración inhibitoria cincuenta (IC50)

de Nif en un 65% y la de Benz en un 55% en epimastigotes, los efectos tóxicos

durante el crecimiento del parásito de Nif y Benz fueron incrementados casi 2

veces más con la adición de BSO en epimastigotes y de 3 a 4 veces en la

forma de tripomastigote. Los resultados reportados muestran que BSO

incrementa la toxicidad de Nif y Benz en las formas parasitarias que fueron

estudiadas, siendo más sensibles a dicha potenciación la forma infectiva

tripomastigote y la replicativa amastigote que la forma de epimastigote, esto,

probablemente es debido a que las dos primeras formas mencionadas contienen

menos de la mitad de la concentración tiol que se cuantificó en epimastigotes.

47



Los mecanismos de acción de BSO, Nif y Benz para disminuir el

contenido tiol libre son diferentes; BSO inhibe la síntesis de glutatión, como se

puede apreciar en el estudio de Faundez y cols., 2005 y Nif y Benz por su

metabolismo reductivo producen metabolitos electrofílicos o radicales libres que se

conjugan con el tiol libre, así que en ambas situaciones, las concentraciones de

glutatión reducido y tripanotión son disminuidas, potenciando de esta manera la

toxicidad de Nif y Benz al parásito T. cruzi.

Los resultados experimentales in vitro con este blanco han resultado

prometedores, se puede apreciar que en la mayoría de compuestos y fármacos

evaluados en esta sección, la actividad biológica parece estar relacionada con la

capacidad de inhibir a la enzima TR, sin embargo, hay poca evidencia de eficaciaen modelos animales.

Los alcaloides BBIQ mostraron actividad in vivo en la fase aguda de la

enfermedad, e incluso con algunos se obtuvo la cura parasitológica. De este mismo

grupo de compuestos, ceferantina y dafnolina tuvieron una actividad anti-T. cruzi

igual e incluso mayor que la de Benz pero con menos efectos colaterales. Se

pueden considerar estos resultados como alentadores, y pueden servir de apoyo

para dilucidar completamente el mecanismo de acción sobre el parásito.

Compuestos como los sustratos subversivos, neuroepilépticos tricíclicos y

lignanos pueden servir como base para la síntesis y desarrollo de compuestos a

partir de sus estructuras, además también resulta importante investigar el

mecanismo de acción de dichos compuestos.

A partir de los resultados mostrados de BSO y las combinaciones con los

fármacos actuales, resulta un candidato probable para estudios in vitro e in vivo

de combinaciones con fármacos que también inhiban el metabolismo del

tripanotion a diferente nivel o incluso con fármacos que afecten otro blanco del

parásito.

48



4.1.2 Inhibición del metabolismo de glucosa

Todos los tripanosomátides poseen un metabolismo de glucosa diferente

de los mamíferos; las 7-8 enzimas iniciales del ciclo glicolítico se localizan dentro

de glicosomas, y la degradación oxidativa de glucosa no es completa, ya que,

una parte aparece como bióxido de carbono y el resto es excretado como

compuestos orgánicos reducidos (principalmente succinato y alanina en

epimastigotes de T. cruzi). Los glicosomas son organelos relacionados a

peroxisomas (presentes en eucariontes) y a glioxisomas (presentes en plantas

verdes) y comparten características estructurales y funcionales: los tres tienen una

membrana formada de una bicapa fosfolipídica; un proceso similar de biogénesis

y además de enzimas glicolíticas, estos organelos contienen otras enzimas oincluso sistemas de enzimas del metabolismo peróxido, y para la β-oxidación de

ácidos grasos (Moyersoen y cols., 2004; Parsons, 2004; Parsons, Furuya, Pal y

Kessler, 2001). Biosíntesis de lípidos éter, síntesis de isoprenoides,

almacenamiento de purinas son otras funciones atribuidas a los glicosomas de

tripanosomátides.

La forma sanguínea de tripanosoma africano (T. brucei) es totalmente

dependiente de la glicólisis para la producción de energía, se ha reportado que

los tripanosomátides dependen de glicosomas, citosol y mitocondrias para el

metabolismo energético (Parsons, 2004) y gran parte de la información que se

tiene acerca del metabolismo de la glucosa ha sido estudiado en este parásito (ver

figura 16). Debido a que carece de estadio intracelular dentro del huésped,

representa mayor accesibilidad y facilidad para la realización de estudios

experimentales, lo que ha permitido determinar las estructuras de varias enzimas,

como triosafosfato isomerasa (TIM), gliceraldehido 3-fosfato deshidrogenasa

(GAPDH) y fosfoglicerato kinasa (PGK). Aunque existe poca información acerca

del metabolismo de carbohidratos en T. cruzi, se ha demostrado que los

amastigotes fermentan glucosa a succinato y que tienen glicosomas con una

49



alta actividad de enzimas glicolíticas en este estadio (Lakhdar-Ghazal, Blonski,

Willson, Michels y Perie, 2002; Moyersoen y cols., 2004; Souza y cols., 1998).

Figura 16. Glicólisis en T. brucei. La glicólisis en tripanosomátides requiere de la cooperación detres compartimentos celulares: glicosoma, citosol y mitocondria. Hexokinasa (HK) y fosfofructokinasa(PFK) carecen de la regulación normal que se observa en otros organismos. Las otras enzimasen el orden que participan son: PGI, glucosa fosfato isomerasa; ALD, aldosa; TPI triosa fosfatoisomerasa; GAPDH, gliceraldehido-3-fosfato deshidrogenasa; PGK, fosfoglicerato kinasa; PGM,

fosfoglicerato mutasa; ENO, enolasa; PK, piruvato kinasa; GDH, glicerol-3-fosfato deshidrogenasa;GPO, glicerol fosfato miticondrial; GK, glicerol kinasa. Modificado de Parsons, 2004.

Las enzimas glicolíticas tripanosomales como la gliceraldehido-3-fosfato

deshidrogenasa (GAPDH) tienen diferencias estructurales comparadas con sus

contrapartes en mamíferos, y son consideradas como posibles blancos

terapéuticos para la tripanosomiasis africana, tripanosomiasis americana y

leishmaniasis (Barret y cols., 2003; Lakhdar-Ghazal y cols., 2002; Rodrigues y de

Castro, 2002). Múltiples estudios se han realizado con diferentes compuestos

para determinar la efectividad y selectividad de inhibición de GAPDH.

GAPDH es un homotetrámero de 156 kDa de peso molecular, cataliza la

fosforilación oxidativa de gliceraldehido-3-fosfato a 1,3-bifosfoglicerato. Souza y cols.

en 1998, reportaron la estructura cristalográfica de GAPDH de T. cruzi; cada una

50



de las cuatro subunidades está compuesta por dos dominios: el N-terminal o

dominio de unión NAD+ y el C-terminal o dominio catalítico. El primero, lo forman

150 residuos aproximadamente y contiene el asa formada por los residuos 66-76,

la cual ha sido encontrada solo en T. cruzi, T brucei, L. mexicana. La secuencia

de GAPDH de T. brucei y T. cruzi comparten un 90% de similitud, y al compararla

con GAPDH humana se observan diferencias alrededor del sitio de unión para la

parte adenosil del cofactor NAD+ . En 1999, Aronov y cols. sintetizaron análogos

de adenosina con los que pretendían bloquear de manera selectiva y competitiva

la unión de GAD+ a GAPDHs de tripanosomátides, algunos de estos

compuestos fueron lo suficientemente potentes para garantizar la observación

de sus efectos en cultivos de parásitos. Para T. cruzi cultivaron tripomastigotes y

amastigotes de la cepa Tulahuen en monocapas de fibroblastos 3T3. Ninguno delos compuestos probados tuvo efectos sobre el crecimiento de fibroblastos. Con

estos resultados, se puede demostrar que a pesar de que existan diferencias

limitadas entre las estructuras de GAPDH, es posible la obtención de inhibidores

con alta selectividad.

El aislamiento de flavonoides de las frutas de Neoraputia magnifica

condujo al compuesto 3',4',5',5,7-pentametoxIflavona que mostró la más

alta actividad en relación a las flavonas y pirano chalconas

previamente aisladas de la fruta sobre la inhibición de GAPDH de

T. cruzi (Rodrigues y de Castro, 2002).

Mediante el diseño de fármacos basados en la estructura de GAPDH,

Bressi y cols. en 2001 perfilaron análogos de adenosina que resultaron

inhibidores potentes de GAPDH de L. mexicana, T. cruzi y T. brucei y con alta

selectividad sobre la GAPDH de mamíferos.

De Marchi y cols., en 2004 con base en el seguimiento de la identificación

de productos naturales con potencial para inhibir GADPH de T. cruzi, y lo

logrado por su grupo de trabajo al aislar cumarinas y flavonoides de la familia

51



Rutaceae, se apoyaron en la información obtenida para sintetizar una serie de 14

derivados de 3-piperonilcoumarinas con potencial como inhibidores de GADPH

de T. cruzi in vitro.

A pesar de la poca información sobre el metabolismo de carbohidratos en

T. cruzi, se ha demostrado la presencia de enzimas glicolíticas, entre las cuales

se encuentra la GAPDH y también se han establecido las diferencias

estructurales de la contraparte en mamíferos. En diversos estudios se han

mostrado resultados satisfactorios de compuestos que inhiben GAPDH de T. cruzi

de manera selectiva in vitro, pero faltan estudios para evaluar los efectos de

esta inhibición específica sobre el parásito y si se comprueba que dicha inhibición

conlleva a la muerte del mismo, continuar con estudios de toxicidad en célulashuésped e in vivo.

4.1.3 Inhibición del metabolismo de aminoácidos

T. cruzi es un protozoario flagelado que sobrevive en un amplio rango

de condiciones ambientales que lo llevan a cambios morfológicos a través de su

ciclo de vida tanto en el insecto vector como en el huésped vertebrado y es

capaz de utilizar carbohidratos y aminoácidos como carbono y fuentes de energía.

Durante la infección, T. cruzi gasta un tiempo considerable replicándose y al

parecer estos estadios intracelulares tienen baja o ninguna actividad de transporte

de glucosa. Esta observación apoya la suposición de que la forma amastigote

podría tener baja sensibilidad a los fármacos terapéuticos que tienen como blanco

a las enzimas glicolíticas, por lo que se hace necesario buscar otro blanco más

factible en estos estadios.

Los aminoácidos pueden ser obtenidos de tres fuentes principales: (a)

biosíntesis de precursores metabólicos, (b) transporte activo del medio y (c)

degradación de proteínas; las cuales pueden ser incorporadas del medio por

52



pinocitosis y almacenadas en reservomas. En la figura 17 se muestra un esquema

general del metabolismo intermedio de T. cruzi.

Figura 17. Representación esquemática de las vías metabólicas de aminoácidos en T. cruzi. Laslíneas sólidas representan vías o reacciones que son bioquímicamente demostrables. Líneaspunteadas representan vías putativas o reacciones inferidas del proyecto genoma T. cruzi. Abreviaciones y referencias: G 1, 3 BP: Gliceraldehido 1,3 bifosfato, PEP: fosfoenol piruvato,a-KG: a-cetoglutarato, OA: ácido oxalacético, ciclo TCA: ciclo de ácidos tricarboxílicos (ciclo del ácidocítrico), 1: alanina aminotransferasa (ALAT), 2: tirosina aminotransferasa (TAT), 3: glutamatodeshidrogenasa, 4: aspartato aminotransferasa, 5: glutamina sintetasa, 6: arginina kinasa, 7: óxidonítrico sintasa, 8:arginina descarboxilasa, 9: prolina racemasa, 10: alanina racemasa. Modificado deSilber y cols., 2005.

Dentro del glicosoma cada molécula de glucosa es rápidamente convertida

en dos moléculas de gliceraldehído -1,3 – bifosfato por las enzimas glicolíticaspresentes en el organelo y es transportado al citoplasma por un sistema

desconocido y convertido en fosfoenolpiruvato (PEP), el cual puede seguir dos vías

principales: (a) conversión a piruvato, parte del cual puede ser translocado dentro

de la mitocondria para entrar al ciclo de Krebs y otra parte puede ser

transformado a alanina por transaminación en el citoplasma y (b) puede ser

53



transportado de regreso al glicosoma seguido de la carboxilación de PEP a

oxalacetato por la fosfoenolpiruvato carboxiquinasa (PEPCK), donde el oxalacetato

resultante es finalmente convertido a malato por la malato deshidrogenasa. El

malato abandona el glicosoma y es convertido nuevamente en piruvato por una

enzima málica citoplasmática o es transportado a la mitocondria, donde puede ser

convertido a piruvato por la enzima málica mitocondrial y oxidado por el ciclo de

Krebs. Tanto el almacén de piruvato citoplasmático como el mitocondrial puede ser

aminado por aminoácido transaminasa produciendo alanina, y probablemente son

responsables de la existencia de dos almacenes independientes de

alanina (Silber y cols., 2005).

Se ha demostrado que asparagina, glutamina, aspartato, glutamato, leucina,

isoleucina y prolina son metabolizados por T. cruzi, y se cree que estos

aminoácidos son oxidados y transportados del citoplasma a la mitocondria y

procesados vía el ciclo de Krebs.

Glutamato y alanina están directamente involucrados en la alimentación del

ciclo de Krebs. El grupo –NH2 del glutamato puede ser transferido al piruvato por

alanino aminotransferasa (ALAT) y por la tirosina aminotransferasa (TAT),

produciendo α-cetoglutarato y alanina. Otra vía por la cual el glutamato esconvertido en α-cetoglutarato, es por la glutamato deshidrogenasa.

El aspartato también esta involucrado en el suministro de intermediarios del

ciclo de Krebs a través de una aspartato aminotransferasa; la cual transfiere el

grupo =NH2 del aspartato al α-cetoglutarato, produciendo glutamato y oxaloacetato.

Se ha demostrado una actividad de aspartato aminotransferasa para TAT; esta

enzima posee una amplia actividad específica de aminotransfersa y puede

transaminar los tres aminoácidos aromáticos y alanina. Como TAT catalaliza la

transaminación reversible entre aspartato y alanina y los aminoácidos aromáticos,

parece ser una enzima clave en la biosíntesis de estos aminoácidos (Silber y

cols., 2005).

54



Las dos isoenzimas de glutamato deshidrogenasa también participan en la

biosíntesis de aminoácidos por su capacidad de incorporar NH3 dentro de α-

cetoglutarato produciendo glutamato. También se ha demostrado que glutamina

puede ser sintetizada del glutamato y NH3 en presencia de glutamina sintetasa y

como esta reacción es reversible, glutamina podría ser oxidada mediante la vía

glutamato (Silber y cols., 2005).

Fosfoarginina y fosfocreatina, generalmente llamados fosfágenos, tienen un

papel importante como energía de reserva debido a que el grupo fosfato de alta

energía puede ser transferido a adenosina difosfato (ADP) cuando la renovación

de adenosina trifosfato (ATP) es necesaria. Se ha propuesto que la fosfoarginina

apoya los disparos de actividad celular hasta que eventos metabólicos comoglicogenolisis, glucólisis y fosforilación oxidativa son iniciados (Alonso y cols., 2001;

Silber y cols., 2005).

L-arginina es un sustrato de una vía alternativa para la biosíntesis de

prolina, puede ser metabolizado a poliaminas vía ornitina y putrescina y además es

el sustrato para las óxido nítrico sintasas (NOS). T. cruzi es incapaz de sintetizar

arginina por lo que este aminoácido es obtenido del huésped a través de

diferentes sistemas transportadores (Silber y cols., 2005). La biosíntesis de

poliaminas de T. cruzi es dependiente de la descarboxilación de L-arginina por

arginina descarboxilasa (ADC), produciendo agmatina, la cual puede ser

metabolizada a putrescina, espermidina y espermina (Piacenza, Peluffo y Radi,

2001). Para la vía del óxido nítrico en T. cruzi se han postulado dos funciones

biológicas; la primera función correlaciona la producción de óxido nítrico con la

modulación de la motilidad flagelar en las formas de epimastigote (Silber y cols.,

2005), la segunda indica que la apoptosis de epimastigotes de T. cruzi puede serinhibida por L-arginina a través de la producción de óxido nítrico dependiente de

NOS, en adición a una producción de poliaminas dependiente de ADC que

permite la proliferación del parásito, lo que se muestra en la figura 18.

55



Figura 18. Vías propuestas del metabolismo de L-arginina en la modulación de la muerte celularprogramada en T. cruzi. Modificado de Piacenza y cols., 2001.

La arginina cinasa (ATP:arginina fosfotransferasa; AK) pertenece a la

familia de proteínas con actividad fosfotransferasa; las guanidino cinasas y cataliza

la transfosforilación reversible entre N-fosfo-L-arginina y ADP y se le considera

como una enzima importante involucrada en el aporte de energía y crecimiento

del parásito (Alonso y cols., 2001;Pereira, Alonso, Ivaldi, Bouvier, Torres, y Flawia,

2003), además que es constitutiva de una respuesta adaptativa a condiciones de

estrés nutricional, lo que le permite al parásito sobrevivir durante su estancia en

el insecto vector (Pereira y cols., 2003).

Debido a que la arginina cinasa (AK) no se encuentra en tejidos mamíferos

(es totalmente diferente de fosfagen cinasas presentes en huéspedes mamíferos),

se convierte en un posible blanco terapéutico para el desarrollo de agentes

quimioterapéuticos contra la enfermedad de Chagas. Pereira y cols. en 2003 y

Silber y cols. en 2005 se enfocaron en el desarrollo de inhibidores de AK de T.

cruzi en epimastigotes de la cepa Brener-CL mostrando que AK es altamente

específica al no fosforilar D-arginina, creatina y glicociamida (guanidinoacetato), L-

acetato y los análogos de arginina: homoarginina, canavanina y agmatina.

Agmatina, canavanina, nitroarginina y homoarginina inhibieron la actividad de AK

en 79.3, 54.6, 52.6 y 38.2%, respectivamente, y al analizar los efectos in vitro de

estos inhibidores competitivos se obtuvo que después de 5 días de tratamiento

56



canavanina inhibió el crecimiento celular en 79.7% con respecto al control sin

tratamiento y homoarginina inhibió el crecimiento celular en 55.8%. De los

resultados anteriores Pereira y cols. postulan que los efectos observados podrían

ser mediados por la inhibición de la AK del parásito, además de otros posibles

efectos tóxicos producidos en otras vías metabólicas, como la síntesis de

proteínas.

Paveto y cols. en 2004 describieron los efectos de compuestos tripanocidas

obtenidos del extracto acuoso de las hojas secas de Camellia sinensis (té verde)

sobre las dos formas clínicamente relevantes de T. cruzi: tripomastigotes

sanguíneos y amastigotes y también los efectos de estos compuestos sobre la

actividad enzimática de AK de T. cruzi. Estos investigadores examinaron losefectos de los extractos, fracciones y compuestos purificados en sangre de

ratones de la cepa BALB/C infectados con tripomastigotes de la cepa Tulahuen y

en la actividad de AK de T. cruzi expresada en E. coli, obteniendo que la fracción

etil acetato del extracto acuoso de las hojas de C. sinensis retuvo la mayoría de la

actividad tripanocida. Los principales componentes de esta fracción pertenecen a

la familia de compuestos flavan-3-ol, usualmente conocidas como catequinas.

Los resultados sugieren una acción directa de algunas catequinas contra las

formas intracelulares, sin alteraciones visibles en las células huésped:

gallocatequina gallato (GCg) y epigallocatequina gallato (EGCg) causaron la lisis de

aproximadamente el 50% de formas no replicativas infectivas (tripomastigotes) a

concentraciones menores de 1pM, 100nM de GCg causó la lisis del 50% de

amastigotes y catequina gallato (Cg) y GCg inhibieron aproximadamente el 50% de

la actividad enzimática de AK a concentraciones de aproximadamente 1 nM.

Con estos resultados, los autores descubren nuevas actividades biológicas de

catequinas (efectos tripanocidas para tripomastigote y amastigote) y sugieren que

estos compuestos podrían utilizarse para esterilizar sangre y que tal vez podrían

ser activos en ensayos in vivo en ratones chagásicos de la cepa BALB/c.

57



La prolina es una fuente principal de carbono y energía en la mayoría de

tripanosomátides y estudios metabólicos muestran que en epimastigotes de T.

cruzi la prolina es convertida a cinco intermediarios del ciclo de Krebs (citrato,

isocitrato, malato, succinato y oxalacetato), piruvato, glutamato y aspartato (Silber y

cols., 2005). T. cruzi es capaz de catabolizar L-prolina vía prolina oxidasa para

tener los requerimientos de energía necesarios y L-prolina o intermediarios del

metabolismo prolina ayudan a la diferenciación de epimastigotes a tripomastigotes

metacíclicos (metaciclogénesis), además de que Tonelli y cols. en 2004

confirmaron que la diferenciación intracelular ocurre vía la forma parecida a

epimastigote y que las formas intracelulares parecidas a epimastigotes son un paso

intermedio obligatorio en la diferenciación de amastigotes a tripomastigotes y que

L-prolina es esencial para esta diferenciación intracelular.

Silber y cols. en 2002, caracterizaron el transporte de prolina en

epimastigotes de T. cruzi, clon CL-14 (derivado de la cepa CL) demostrando que

tiene 2 acarreadores para L-prolina; un transportador dependiente de la energía

provista por gradiente de protón de alta afinidad y baja capacidad (sistema A), y

un transportador dependiente de ATP de baja afinidad y alta capacidad (sistema

B). Ambos sistemas se encontraron en parásitos intracelulares y tripomastigotes de

cultivos tisulares, asegurando la apropiada captura de L-prolina por el parásito en

cualquiera de los diferentes ambientes donde vive. Los dos sistemas de

transporte de L-prolina tienen un comportamiento diferente en función de la

temperatura, lo que es una ventaja adaptativa, debido a que T. cruzi es sujeto a

una amplia variación en temperaturas (28º C en intestino del insecto vector, y 37º

C en el huésped mamífero). Con estos, el parásito cuenta con la capacidad de

tener sistemas de transporte para prolina funcionalmente estables en un amplio

rango de condiciones termodinámicas (Silber y cols. en 2002).

Reina San Martin y cols. en 2000, identificaron y caracterizaron un gen de T.

cruzi que produce la célula B mitógena y mostraron que esta proteína denominada

TcPA45 es una prolina racemasa eucariótica cuya actividad parece ser esencial

58



para la mitogenicidad de células B y la cual esta unida a la membrana o es

liberada de las formas infectivas metacíclicas o localizada en el citoplasma de

las formas replicativas. La prolina racemasa puede estar involucrada en la

modificación de moléculas de la membrana de las células blanco del huésped,

facilitando la adhesión y/o subsiguiente penetración y multiplicación del parásito y en

la diferenciación de epimastigote a tripomastigote (Chamond y cols., 2003; Reina

San Martin y cols., 2000). Las proteínas con D-aminoácidos son muy resistentes a

proteasas eucarióticas, así el parásito podría usar el mecanismo de racemización

para sintetizar y expresar en su superficie proteínas que contengan D-prolina y así

garantizar cierto grado de resistencia a los mecanismos proteolíticos inducidos

por el huésped (Reina San Martin y cols., 2000).

Metionina puede estar involucrado en el metabolismo de poliaminas. La

síntesis del intermediario S-adenosil-L-metionina podría ser catalizada por una

metionina adenosiltransferasa putativa, el producto de esta reacción es un sustrato

de S-adenosil-L-metionina (AdoMet) decarboxilasa, la cual produce S-adenosil-

metioninamina, una reacción que es bioquímicamente demostrable. El producto

anterior podría ser convertido en espermidina por una espermidina sintasa. La

enzima serina hidroximetiltransferasa convierte serina y tetrahidrofolato a glicina y

5,10-metilenetetrahidrofolato. Serina puede ser convertida a cisteina por una

cistationina β-sitasa, la cual puede catalizar reacciones de trans-sulfuración. Se

han encontrado dos regiones codificantes para enoil-CoA hidratasa, que cataliza la

conversión de serina en piruvato (Silber y cols., 2005).

Después de cuarenta años de utilizar cristal violeta en el tratamiento de

sangre en los bancos, debido a su eficacia para eliminar T. cruzi se ha

demostrado que este colorante inhibe la captura de metionina y prolina y la síntesis

de proteína, convirtiéndose en el primer fármaco tripanocida que tiene como

blanco los transportadores de aminoácidos de T. cruzi (Silber y cols., 2005); sin

embargo, el alto nivel de toxicidad del mismo, ha impuesto una gran restricción en

su uso (Paveto y cols., 2004).

59



La presencia de aminoácidos resulta esencial para un sinnúmero de

funciones durante todo el ciclo de T. cruzi, y su metabolismo es de los más

estudiados y mejor establecidos actualmente, así que las enzimas y compuestos

involucradas en este se convierten en un blanco factible de estudio para el diseño

de fármacos con actividad anti-T. cruzi.

Inhibidores de AK han arrojado resultados satisfactorios en estudios in

vitro lo que motivaría a realizar estudios en modelos animales. De lo revisado del

metabolismo de aminoácidos, se puede destacar que otros blancos que podrían

ser explotados para el desarrollo de fármacos antichagásicos son los

transportadores para aminoácidos como (L-prolina y metionina) y la prolinaracemasa.

4.1.4 Inhibición del metabolismo de esteroles

Se ha demostrado que T. cruzi tiene un requerimiento absoluto de

esteroles endógenos específicos para su viabilidad celular y para la proliferación en

todos los estadios de su ciclo de vida (Barret y cols., 2003; Rodrigues y de Castro,

2002; Urbina, 2002; Urbina y Docampo, 2003); donde, el principal esterol es el

ergosterol (Rodrigues y de Castro, 2002). En la figura 19 se muestra un esquema

general de la biosíntesis de ergosterol dilucidado en Saccharomyces serevisiae.

60



Farnesil-PP

Farnesil difosfatosintetasa

Lanosterol

2,3-oxidoescualeno-lanosterol ciiclasa

ATP Fosfato, CO2

ADP

3-hidroxi-3-metil-glutaril-CoA

∆3 –Isopentenil- PP

HMG CoA reductasa

2 Acetil-CoA

CoA

2 Acetoacetil-CoA Tiolasa

Acetoacetil-CoA

3-hidroxi-3-metilglutaril CoAsintasa (HMG CoA sintasa)

2 NADPH

CoA2 NADP

Acetil- CoAH2O

CoA

Mevalonatopirofosfato

decarboxilasa

Farnesil difosfatosintetasa

Mevalonato

Mevalonatokinasa

Fosfomevalonatokinasa

Dimetilalil-PP

Geranil-PP

IsopentenilDifosfato

isomerasa

(S)-2,3-Epoxiescualeno

Escualenomonooxigenasa

NADP NADPHPirofosfato

EscualenosintasaEscualeno

Aceptor Aceptor reducidoH2O O2

Zimosterol

∆24,25 esterol

metiltransferasa ERGOSTEROL

Mevalonato-5P Mevalonato-5PP

ATP ADP ATP ADP

14α-demetilasa

Figura 19. Esquema de la biosíntesis de ergosterol. Modificado de Docampo, 2001 y de SGD

project. "Saccharomyces Genome Database" http://www.yeastgenome.org

Las bases de la importancia de los inhibidores de la biosíntesis de

ergosterol (EBIs) recaen en el hecho de que ergosterol y esteroles metilados C-24,

los cuales son únicos en fungi, levaduras y protozoarios, tienen funciones

esenciales que no pueden ser realizadas por los esteroles producidos por las

células huésped (colesterol o fitosterol), y las vías biosintéticas de estos

compuestos, aunque similares, presentan cruciales diferencias que pueden ser

utilizadas para el desarrollo de agentes quimioterapéuticos (Barret y cols., 2003;

Lazardi, Urbina y de Souza, 1990; Urbina, Lazardi, Aguirre, Piras y Piras, 1988).

Los derivados azoles (imidazol y derivados triazoles) son el grupo mejor

conocido de EBIs y estos bloquean la biosíntesis de ergosterol al nivel de la

61



C-14 desmetilación dependiente de citocromo P-450 de lanosterol (Lazardi y cols.,

1990; Maldonado, Molina, Payares y Urbina, 1993; Urbina y cols., 1988; Urbina,

Lazardi, Aguirre, Piras y Piras, 1991). Un segundo grupo de EBIs son las alilaminas

(como naftinina y terbinafina), las cuales actúan sobre la escualeno sintetasa o

escualeno epoxidasa; pasos previos de la biosíntesis de ergosterol, ocasionando

la acumulación del escualeno (Lazardi y cols., 1990; Maldonado y cols., 1993;

Urbina y cols., 1988). A continuación se presentan los estudios y resultados

obtenidos con este grupo de fármacos.

De la investigación realizada por Urbina y cols. en 1988 acerca de los

efectos de la administración de ketoconazol y terbinafina (las estructuras se

muestran en la figura 20) sobre los estadios proliferativos de T. cruzi de la cepa EP(epimastigote y amastigote) se destaca que ambos compuestos son potentes

agentes antiproliferativos contra ambas formas, especialmente contra el amastigote

(los cuales resultaron más susceptibles a ketoconazol), y que cada uno potencia

la acción del otro; este resultado es consistente con el hecho de que ambos

fármacos actúan sobre diferentes puntos de la vía biosintética de ergosterol,

además de que las combinaciones de fármacos que producen la completa

erradicación de los parásitos no tienen efectos sobre la proliferación de células

Vero. Siguiendo esta misma línea de investigación en 1990, Lazardi, Urbina y de

Souza reportaron las alteraciones ultraestructurales durante los estadíos

proliferativos de T. cruzi ocasionados por la administración de ketoconazol y

terbinafina tanto de manera individual como en combinación. Estos investigadores

muestran que la alteración subcelular primaria producida por la depleción de

ergosterol inducida por ketoconazol tanto en epimastigotes y amastigotes de las

cepas Y y EP es una modificación del complejo quinetoplasto-mitocondria, que

ocasiona la perdida de las propiedades osmorregulatorias del parásito y finalmente

la lisis celular y que tales efectos son potenciados con la administración de la

combinación de ketoconazol y terbinafina.

62



Figura 20. Estructuras químicas de (a) Ketoconazol, (b) Terbinafina y (c) ICI 195, 739 [(R,S)-2-(2,4-difluorofenil)-1-(3-[(Z)-4-(2,2,3,3-tetrafluoropropoxi)estiril]-1,2,4-triazol-1-il)-3-(1,2,4-triazol-1-il)-propan-2-ol].Tomado de Rodrigues y de Castro, 2002 y Urbina y cols., 1991.

En diversos estudios se han reportado resultados exitosos con derivados

de imidazol, compuestos triazoles, en particular con fluconazol e itraconazol contra

T. cruzi tanto in vitro como in vivo. En 1991, Urbina y cols. presentaron los

resultados de un estudio in vivo de la actividad de ICI 195,739; Un alcohol terciario

bistriazol 3’-estiril sustituido (ver estructura en figura 20) sobre epimastigotes y

amastigotes de T. cruzi de la cepa EP. Este compuesto disminuyó significantemente

el crecimiento de epimastigotes a concentraciones bajas (alrededor de 3nM) y

bloqueó completamente el crecimiento de epimastigotes a 0.1μM, concentración que

resulta 300 veces menos que las determinadas en el estudio de Urbina y cols. en

1988 para ketoconazol y terbinafina y contrario a lo que se esperaba, no se

presentó sinergismo entre terbinafina e ICI 195,739 y el fármaco fue más efectivo

contra amastigotes que contra epimastigotes, por lo que investigando las bases

para dichas diferencias se compararon los efectos de esteroles exógenos en la

acción antiproliferativa de ICI 195,739 y de ketoconazol. De los resultados

obtenidos, este grupo de investigadores sugiere que el mecanismo de acción del

derivado bis-triazol ICI 195,739 sobre los estadios proliferativos de T. cruzi

involucra un efecto dual sobre la maquinaria bioquímica de estas células que

incluye el característico de este grupo: el bloqueo de la C-14 desmetilación de

lanosterol y otro aún no identificado cuyo blanco está involucrado en el inmediatoarresto del crecimiento inducido por el fármaco a concentraciones igual o mayor de

0.1μM.

Las dosis de ketoconazol reportadas en diversos artículos como efectivas

para la prevención de muerte por infecciones letales de T. cruzi en ratones y para

63



la obtención de cura parasitológica son mayores que las dosis que producen

hepatotoxicidad y que las que bloquean la síntesis de la hormona esteroidea en

humanos; sin embargo, las investigaciones de Urbina y cols. han arrojado

resultados alentadores al reportar que la actividad in vitro de ketoconazol contra

amastigotes y epimastigotes pueden ser potenciados por terbinafina. De este

mismo grupo de investigadores destacan los resultados de Maldonado y cols.,

quienes en 1993 realizaron un estudio de quimioterapia experimental en ratones de

la cepa albino NMRI infectados con 105 tripomastigotes de T. cruzi de la cepa Y,

en el cual utilizaron combinaciones de azoles (ketoconazol e ICI 195,739) con

terbinafina. La administración de 15mg/kg/día ketoconazol más 100mg/kg/día de

terbinafina causó el 100% de sobrevivencia en el grupo tratado y se observó cura

parasitológica en un rango del 50 al 75%. Cuando dichos fármacos seadministraron de forma individual no se observó efecto protector alguno.

Coincidiendo con resultados previos de este mismo grupo de investigadores

y otros, ICI 195,739 mostró mayor actividad contra T. cruzi; con dosis de 1mg/kg/día

durante 5 días se obtuvo la sobrevivencia de los animales inoculados con el

parásito. Sin embargo, la combinación con terbinafina no resultó efectiva, lo cual

concuerda con la hipótesis de Urbina y cols. propuesta en 1991, de que ICI

195,739 ejerce su efecto como resultado de un mecanismo dual. Estos

resultados apoyan la idea de que la combinación de azoles con otros inhibidores

de la biosíntesis de ergosterol que actúan en diferentes puntos de la vía

biosintética podrían ser de gran utilidad en el tratamiento de la enfermedad de

Chagas debido a que así se utilizarían bajas dosis de estos compuestos y se

disminuirían los niveles de toxicidad; particularmente del ketoconazol.

Después de verificar que el D0870 (figura 21); el enantiomero R(+) de ICI

195,739, era el responsable de la actividad específica antiparasitaria cuyo blanco

es la esterol C14α-demetilasa, la eficacia de D0870 fue probada por Urbina y cols.

en 1996 utilizando modelos de ratón tanto de la forma aguda (infectados con T.

cruzi de la cepa Y) y crónica (infectados con la cepa Bertolodo) de la enfermedad,

64



y se demostró que D0870 fue capaz de prevenir la muerte e inducir cura

parasitológica en un rango del 70 al 90% de animales en ambos modelos. Molina,

Brener, Romanha y Urbina en 2000 investigaron la actividad in vivo de D0870

contra varias cepas de T. cruzi seleccionadas en base a la resistencia a

fármacos: susceptibles (CL, J, Buriti, Gilmar), parcialmente resistente a fármacos

(Y) y altamente resistente a fármacos (SC-28, Yu Yu, Colombiana y VL-10), en

modelos agudos y crónicos utilizando ratones de la cepa Swiss albino. Los

resultados reportados sugieren que este derivado triazol puede superar la

insensibilidad a fármacos primaria que se presentan en algunas cepas de T. cruzi,

ya que este fármaco indujo niveles del 70 al 100% de cura parasitológica en siete

de las 9 cepas utilizadas, incluyendo 2 altamente resistente a fármacos. A pesar

de los numerosos estudios con resultados prometedores, en 2001 el laboratoriofarmacéutico Zeneca (ahora AstraZeneca) dio por terminado el desarrollo de D0870

debido a resultados adversos en varios de los pacientes que indicaron que la

cinética de D0870 era impredecible (Williams y Denning, 2001).

Figura 21. Estructura química de D0870. Tomado de Urbina y Docampo, 2003.

Urbina y cols. en 1998 presentaron los resultados de un estudio de la

actividad anti-T. cruzi in vitro e in vivo de SCH 56592 {(2)-4-[4-[4-[4-[(2Rcis)-5-(2,4-

difluorofenil)-tetrahidro-5-(1H-1,2,4-triazol-1-ilmetil) furan-3-il] metoxi]fenil]-2,4-

dihidro-2-[(S)-1-etil-2(S)-hidroxipropil]-3H-1,2,4-triazol-3-ona}; un derivado triazol

experimental que tiene un amplio espectro de actividad anti-fúngica. Losresultados muestran que todas las concentraciones empleadas no tuvieron

efectos inmediatos sobre la proliferación de epimastigotes de T. cruzi de las cepas

Y y EP, pero a concentraciones igual o mayores a 30nM sobrevino el arresto del

crecimiento y la subsiguiente lisis de las células. La concentración de SCH 56592

(figura 22) requerida para la depleción endógena completa y arresto del

65



crecimiento, asociada con la subsiguiente lisis celular de los epimastigotes fue de

33 a 100 veces menor a la requerida por ketoconazol, D0870 o itraconazol. En

los amastigotes de las cepas Y y EP cultivados en células Vero la actividad del

fármaco en estudio fue también de 33 a 100 veces menor que la requerida por

ketoconazol, D0870 o itraconazol; la concentración mínima para erradicar al

parásito de las células huésped fue de 0.3nM, sin efectos sobre la proliferación

de las células huésped incluso a concentración de 100nM. Estos resultados

indican que SCH 56592 in vitro es el BSI más potente contra los estadios

utilizados de T. cruzi (de los existentes o evaluados por este grupo).

En los estudios in vivo, en el modelo de la enfermedad de Chagas aguda

(ratones de la cepa albino NMRI inoculados intraperitonealmente con 105

tripomastigotes de la cepa Y) se obtuvieron rangos de curas parasitológicas

del 90 al 100% de los animales sobrevivientes para las dosis de 15, 20 y

25mg/Kg/día de SCH 56592. En el modelo crónico (ratones de la cepa albino

NMRI inoculados intraperitonealmente con 104 tripomastigotes de la cepa

Bertolodo) se administró 10 y 15 mg/kg/día para un total de 43 dosis de SCH

56592, que produjeron del 75 al 85% de protección de la muerte y del 60 al 75%

de cura parasitológica en los animales sobrevivientes. Estos resultados son

comparables a los obtenidos con D0870, el cual fue el primer fármaco que

reportó cura parasitológica en la enfermedad de Chagas crónica experimental.

Estos mismos investigadores han encontrado que SCH 56592 es capaz de

inducir cura parasitológica de infecciones de T. cruzi experimentales causadas

por cepas moderada o fuertemente resistentes a Benz y Nif; este resultado se

había obtenido también con D0870.

Figura 22. Estructura química de SCH 56592 (posaconazol). Tomado de Urbina y cols., 1998.

66



En 2000 Molina, Martins-Filho, Brener, Romanha, Loebenberg y Urbina

investigaron la actividad de SCH 56592 in vivo contra diversas cepas de T. cruzi

en modelos murinos. Utilizaron Ratones de la cepa Swiss albino inoculados

intraperitonealmente con 104 tripomastigotes de las diferentes cepas para el

modelo de infección aguda (CL, Y, Colombiana, SC-28 y VL-10) y con 30

tripomastigotes para el modelo de infección crónica. Los resultados mostraron que

los mecanismos de resistencia de las distintas cepas a Benz, Nif y azoles

convencionales, son menos efectivos contra los triazoles de reciente desarrollo,

los cuales son inhibidores de C14α esterol demetilasa.

UR-9825 [(1R,2R)-7-cloro-3-[2-(2,4-difluorofeni)-2-hidroxil-1-metil-3-(1H-

1,2,4-triazol-1-il)propil]quinazolin-4(3H)-ona] (ver figura 23) es un derivado triazol

con amplio espectro y potente actividad antifúngica. En 2000, Urbina, Lira, Visual

y Bartroli, investigaron su actividad anti-T. cruzi in vitro en epimastigotes y

amastigotes de las cepas Y y EP y los resultados obtenidos indican que, al igual

que otros azoles, el blanco primario es la enzima esterol C14α-demetilasa de T.

cruzi, además de que es más potente contra epimastigotes que los azoles

convencionales, y los amastigotes en co-cultivo con células Vero fueron más

susceptibles a UR-9825 que los epimastigotes y no se observaron efectos en la

viabilidad de las células huésped. De manera general, estos investigadores

concluyen que la actividad in vitro de UR-9825 es comparable a la de los SBI

más potentes: D0870 y SCH 56592.

Guedes y cols. en 2004 investigaron la actividad in vivo de UR-9825

(Albaconazol) en perros mongrel infectados con 2000 tripomastigotes de T. cruzi

por kilogramo de peso por vía intraperitoneal de cepas susceptible y parcialmente

resistente a Benz; Berenice-78 e Y, respectivamente. Este fármaco fue bien

tolerado por los perros y los investigadores no reportan efectos secundarios

durante el estudio. Los resultados demuestran que este fármaco es efectivo para

suprimir la proliferación del parásito y evitar la muerte de los animales infectados

aunque se observó cierta resistencia en la cadena Berenice-78, ya que la

67



administración de este fármaco; incluso en tratamiento prolongado de 90 o 150

días, no indujo cura parasitológica.

Figura 23. Estructura química del derivado triazol UR-9825 (Albaconazol). Tomado de Urbina ycols., 2000.

Corrales, Cardozo, Segura, Urbina y Basombrio en 2005 compararon las

efectividades de Benz y TAK-187 (2-(2-(2,4-difluorofenil)-2-hidroxi-1-metil-3-(1H-

1,2,4-triazol-1-il) propil)-4-(4-(2,2,3,3 tetrafluoropropoxi ) fenil )-3 (2H, 4H)-1,2,4-

triazolona); un inhibidor triazol, in vivo utilizando ratones de la cepa Swiss

infectados con 103 tripomastigotes de la cepa Tulahuen, a los cuales les

administraron 20mg/Kg cada dos días por vía intraperitoneal de TAK-187 o

200mg/Kg/día de Benznidazol por vía intraperitoneal para un total de 30 dosis

para cada fármaco. El tratamiento con ambos fármacos produjo una completa y

permanente supresión de la parasitemia pero de los estudios histológicos

realizados, TAK-187 (figura 24) resultó más eficaz en la prevención de inflamacióncardiaca y esquelética y daño tisular de los animales tratados.

Figura 24. Estructura química de TAK-187. Derivado triazol, el cual es un potente inhibidor deesterol C14α- demetilasa de T. cruzi. Tomado de Corrales y cols., 2005.

Araujo, Martins-Filho, Pereira y Brener en 2000 investigaron los efectos de la

combinación de ketoconazol y Benz en un modelo in vivo utilizando ratones de la

68



cepa Swiss-Webster a los que se les inoculó 1x104 tripomastigotes de T. cruzi de

varias cepas: CL (susceptible a Benz y Nif), Y (moderadamente resistente a Benz y

Nif) y Colombiana (resistente). En los ratones infectados con las cepas CL e Y, la

combinación de Benz y ketoconazol produjo un efecto sinérgico, incrementado el

rango de cura en comparación con los efectos de los fármacos administrados

de forma individual; sin embargo, este efecto no se produjo en la combinación de

fármacos sobre los ratones infectados con la cepa Colombiana. De este estudio

se destaca que las diferencias en la susceptibilidad y resistencia natural de un

gran número de cepas de T. cruzi a nitroderivados es un importante factor en

los bajos rangos de cura en pacientes chagásicos tratados.

De investigaciones previas Buckner y cols. han reportado diversoscompuestos entre los que se incluye FTI-2220 (un mimético del sustrato de protein

farnesiltransferasa (PFT)), CVIM que inhibe PFT de T. brucei y derivados de FTI-

2220 que resultaron tener actividad contra T. cruzi, aunque algunos de estos

compuestos no mostraron que inhibían la función enzimática de PFT de T. cruzi,

sugiriendo con esto que tenían diferente mecanismo de acción. Este mismo grupo

de investigadores, en 2003 realizó diversos experimentos que revelaron que el

blanco de acción de estos compuestos es la enzima citocromo P450, esterol 14-

demetilasa de T. cruzi, de la vía de biosíntesis de esterol y demostraron actividad

antiparasitaria potente de dos de estos compuestos en un modelo de ratón

infectado con T. cruzi. Para tales experimentos emplearon epimastigotes,

amastigotes y tripomastigotes de T. cruzi de la cepa Tulahuen. El compuesto metil

ester FTI-2220 (figura 25a) mostró una ED50 de 0.1μM como inhibidor de amastigote

en cocultivo con fibroblastos murinos 3T3. Los compuestos derivados de FTI-2220

(figura 25b y c) mostraron también potente actividad anti-T. cruzi y baja toxicidad

para las células huésped de fibroblastos murinos.

Los experimentos realizados para establecer el mecanismo de acción de

tales compuestos, arrojaron como resultados una inhibición de la biosíntesis de

esterol que involucra el bloqueo de la enzima esterol 14α-demetilasa. Para el

69



estudio de los efectos in vivo se emplearon los compuestos 4 y 5 derivados de

FTI-2220 debido a los resultados de análisis farmacocinéticos, dichos compuestos

se administraron a ratones de la cepa BALB/c infectados con 2x103

tripomastigotes a concentraciones de 50mg/kg durante 14 días y a diferencia de

los ratones del grupo control que murieron 18 días posteriores a la infección,

todos los ratones con tratamiento sobrevivieron 101 días después de la

infección (Buckner y cols., 2003).

Figura 25. Compuesto péptidomimetico FTI-2220 y sus derivados. Al compuesto 1 derivado de FTI-2220 se sustituyó el grupo metionil por COOCH3 y se esperaba que no mostrara actividadinhibitoria debido a que carecía del grupo que se une a PFT, sin embargo, este y los compuestos2 al 5 mostraron elevada actividad anti-T. cruzi. Los radicales R1 y R2 de los compuestos 2-5 semuestran en el cuadro superior derecho. Tomado de Buckner y cols., 2003.

La síntesis de lanosterol resulta un paso esencial en la producción de

esteroles maduros. En levaduras y eucariontes superiores (incluyendo humanos),

la oxidoescualeno ciclasa (OSC) directamente cataliza la síntesis de lanosterol a

partir de 2, 3-oxidoescualeno (ver figura 19). Inhibidores de OSC están bajo

investigación como potenciales fármacos antifúngicos y fármacos controladores o

disminuidores de colesterol.

70



Buckner, Griffin, Wilson y Van Boris en 2001 investigaron 28 compuestos

inhibidores de OSC, ketoconazol y Benz contra estadíos en mamíferos

(amastigotes y tripomastigotes) de T. cruzi de las cepas Tulahuen, Perú, Sonya y

VL2067 en cocultivos con fibroblastos murinos 3T3. 12 de estos compuestos

tuvieron una EC50 menor o igual a 25nM contra los estadíos mamíferos del

parásito, lo que significa una potencia in vitro mayor de 10 veces que la actividad

de Benz, sin embargo, ketoconazol fue 10 veces más potente que el mejor

inhibidor OSC probado. Este grupo de investigadores sugiere que los efectos

que causan la muerte del parásito con los inhibidores de OSC pueden no ser

completamente debido a la depleción de ergosterol, sino que además se puede

incluir otro mecanismos, como la acumulación de un bioproducto tóxico o la

concomitante destrucción de la membrana.

El antibiótico polieno macrocíclico amfotericina B (figura 26) ha mostrado

tener actividad in vitro contra amastigotes, tripomastigotes y epimastigotes de T.

cruzi en diversos estudios que se realizaron con el objetivo de encontrar nuevos

fármacos para prevenir la transmisión de la enfermedad de Chagas por

transfusión sanguínea y también ha demostrado actividad contra T. cruzi en ratones

infectados. Amfotericina B tiene actividad selectiva contra fungi, y los protozoarios

Leishmania y T. cruzi debido a que tiene mayor afinidad para ergosterol y esteroles

tipo en comparación al colesterol.

A pesar de lo anterior, el uso de amfotericina B ha sido limitado por su alta

toxicidad y, para contrarrestar esto, se han desarrollado formulaciones lipídicas con

menor toxicidad para el tratamiento de micosis sistémicas. Yardley y Croft, en

1999 realizaron un estudio comparativo de amfotericina B deoxicolato (Fungizone)

y Benz y de tres formulaciones lipídicas de Amfotericina B (el liposoma AmBisome,

la dispersión coloidal Amphocil y el complejo lípido Abelcet), en infecciones

experimentales de T. cruzi de las cepas Y y Tulahuen in vitro e in vivo, en células

Vero, macrófagos murinos peritoneales y ratones de la cepa BALB/c. En los

ensayos contra tripomastigotes, Fungizone fue el más activo con una

71



Concentración mínima inhibitoria (MIC) de 0.3μg/ml, seguido de Amphocil (MIC de 1

μg/ml), Abelcet y AmBisome (ambos con MIC mayores a 30 μg/ml). Todas las

formulaciones fueron altamente activas contra amastigotes en macrófagos y en

células Vero, y Fungizone y Amphocil fueron los que tuvieron la más alta actividad

tripanocida. En los experimentos in vivo, en ratones de la cepa BALB/c estos

investigadores obtuvieron que una única y alta dosis de las formulaciones

lipídicas de Amfotericina B puede suprimir la fase aguda de la infección, siendo

AmBisome la formulación más efectiva con la más baja toxicidad para el

huésped, sin embargo, ninguna de estas formulaciones eliminó los parásitos de la

sangre de ratón tan efectivamente como lo hizo el fármaco de referencia: Benz.

Figura 26. Estructura química de Amfotericina B. Tomado de http://www.ambisome.com

Escualeno sintasa (SQS) cataliza una dimerización de dos moléculas de

farnesil-pirofosfato (FPP) en una reacción de dos pasos para formar escualeno

(ver figura 19). Este es el primer paso comprometido en la biosíntesis de esterol;

el bloqueo en este nivel de la vía afecta la producción de otros isoprenoides

esenciales y los intermediarios isoprenoides (FPP y precursores) acumulados

pueden ser rápidamente metabolizados y excretados. Lo anterior sugiere que SQS

es el paso limitante y probablemente regulador en esta vía, así que esta enzima;

localizada en vertebrados, levaduras y plantas como una proteína unida a la

membrana celular asociada al retículo endoplásmico junto con el resto de lasenzimas que participan en la biosíntesis de esterol, es un candidato para el

desarrollo de agentes que disminuyan los niveles de colesterol y debido al

estricto requerimiento de esteroles endógenos para la supervivencia y

crecimiento y de la importancia de la vía biosintética de ergosterol podría ser

también blanco para la quimioterapia antichagásica.

72



Con lo anterior en mente, Urbina, Concepción, Rangel, Visbal y Lira en

2002 presentan la primera caracterización de la localización subcelular de SQS

de epimastigotes de T. cruzi de la cepa EP. Los resultados mostraron que en

tripanosomátides SQS está también unida a la membrana, pero con una

localización subcelular dual: distribuida casi uniformemente entre glicosomas y

vesículas mitocondriales/microsomales dependiendo de la fase de crecimiento del

cultivo y probablemente asociado a los cambios en el metabolismo de energía en

las células. También investigaron los efectos de 3-(Bifenil-4-il)-3-

hidroxiquinuclidina (BPQ-OH) (figura 27); el cual es un inhibidor potente y específico

de SQS de mamíferos, sobre la proliferación de epimastigotes. En los resultados

se muestra una reducción dosis-dependiente de la proliferación de epimastigotes

con una IC50 de 19μM y con una MIC de 30 μM. En amastigotes intracelularescultivados en células Vero, BPQ-OH tuvo una IC50 de 3μM y una MIC de 30μM

sin alterar las células huésped. Lo anterior claramente indica la actividad

antiparasitaria selectiva del derivado quinuclidina asociada con la inhibición de

SQS y la posterior depleción de esteroles endógenos del parásito.

Figura 27. Estructura química de 3-(Bifenil-4-il)-3-hidroxiquinuclidina (3-bifenil-4-il-1-aza-biciclo[2.2.2]-octan-3-ol; BPQ-OH). Tomado de Urbina y cols., 2002.

Compuestos relacionados a fenoxicarb (N-{2-[(4-fenoxifenoxi)etil]}etil

carbamato) (regulador del crecimiento del insecto) son agentes tripanostáticos muy

activos. Existe fuerte evidencia de que el blanco de derivados 4-fenoxifenoxi es lavía de la biosíntesis de ergosterol. Compuestos derivados de fenoxicarb que

contienen sulfur también son agentes efectivos contra amastigotes. Szajnman y

Cols. en 2000 diseñaron, sintetizaron y evaluaron biológicamente contra

epimastigotes T. cruzi de la cepa Y a un grupo de compuestos relacionados con la

parte ariloxietil tiocianato, los cuales tuvieron resultados prometedores como

73



inhibidores de la replicación de T. cruzi. En 2002, Elhalem y cols. sintetizaron un

nuevo grupo de compuestos relacionados con la parte ariloxietil tiocianato y

también los resultados como inhibidores de la proliferación de epimastigotes de

T. cruzi fueron prometedores.

Rodriguez, Docampo y Gros en 2000, reportaron la actividad biológica de

derivados estructuralmente relacionados a fenoxicarb contra la forma intracelular

del parásito de la cepa Y. Las estructuras químicas de estos derivados se

muestran en la figura 28. Estos derivados probaron ser potentes inhibidores de la

proliferación de T. cruzi en mioblastos L6E9 infectados.

Figura 28. Estructura química de los compuestos relacionados a fenoxicarb. Tomado de Rodríguez ycols., 2000.

Aunque se ha descrito la actividad potente y selectiva in vitro de derivados 4-

fenoxifenoxi y ariloxietil contra epimastigotes y amastigotes de T. cruzi (Elhalem y

cols., 2002), los mecanismos moleculares de estos efectos permanecen confusos

(o no se han establecido). En 2003, Urbina, Concepción, Montalvetti, Rodríguez y

Docampo investigaron los posibles efectos de 4-fenoxifenoxietiltiocianato

(WC-9), el miembro más potente de este grupo de compuestos previamenteestudiados, sobre la biosíntesis de esterol de novo en epimastigotes intactos de

T. cruzi de la cepa EP. WC-9 indujo un efecto dosis-dependiente sobre el

crecimiento de epimastigotes y los efectos inhibitorios de WC-9 fueron asociados

con la depleción de esteroles endógenos del parásito; ergosterol y su análogo 24-

etil sin la acumulación de esteroles intermediarios, como lanosterol o escualeno. Así

74



que estos hechos indican un bloqueo de la vía biosintética a nivel preescualeno.

Para probar esta hipótesis los investigadores observaron los efectos sobre dos

enzimas claves de la vía biosintética poli-isoprenoide: FPPS y SQS. Los

resultados obtenidos indican que WC-9 es un potente inhibidor de SQS glicosomal

y mitocondrial de T. cruzi. Los resultados indican que un mecanismo primario de

los efectos antiproliferativos de WC-9 contra T. cruzi es la depleción de esteroles

endógenos esenciales por un bloqueo específico de su biosíntesis de novo a nivel

de SQS.

Urbina y cols. en 2004 investigaron las actividades anti-T. cruzi in vitro e in

vivo de E5700 {(3R)-3-[[2-benzil-6-[(3R,4S)-3-hidroxi-4-metoxipirrolidin-1-il]piridin-3

il]etinil] quinuclidin-3-ol monohidrato} y ER-119884 {(3R)-3-[[2-benzil-6-(3metoxipropiloxi)piridin-3-il]etinil]quinuclidin-3-ol} (estructuras en figura 29), dos

nuevas quinuclidinas, inhibidoras de SQS en desarrollo como agentes

disminuidores de colesterol y trigleceridos en humanos. Ambos fármacos

resultaron potentes inhibidores de SQS y del crecimiento de epimastigotes de T.

cruzi de las cepas EP e Y, incluso con los amastigotes resultaron más activos

sin efectos sobre las células Vero. En el modelo in vivo en ratones de la cepa

NMRI-IVIC infectados con 105 tripomastigotes, E5700 tuvo un efecto sobre la

parasitemia dependiente de la dosis y con 50 mg/Kg/día se suprimió el desarrollo

de parasitemia y produjo el 100% de sobrevivencia, mientras que 50 mg/Kg/día de

ER-119884 solo indujo el 50% de sobrevivencia.

Figura 29. Estructuras químicas de E5700 y ER-119884. Dos nuevos quinuclidinas, inhibidores deSQS que están en desarrollo como agentes disminuidores de colesterol y trigleceridos enhumanos. Tomado de Urbina y cols., 2004

75



Una diferencia principal en la biosíntesis de ergosterol y colesterol es la

presencia de las cadenas 24 alquil en ergosterol y los estigmasteroles. Este es

introducido por la enzima (S)-adenosil-L-metionina:∆24-esterol metiltransferasa (24-

SMT), la cual agrega un residuo metileno a la cadena insaturada de esterol

utilizando S-adenosilmetionina (SAM) como cofactor. Esta enzima ha sido

estudiada como blanco en otros organismos, y se ha demostrado que los

azasteroles, los cuales tienen un nitrógeno en la cadena lateral de esteroles en

la posición -23, -24 o -25, pueden inhibir 24-SMT de fungi y plantas.

22, 26-azasterol (AZA) ha mostrado que modifica la composición de esterol

de epimastigotes de T. cruzi y también afecta amastigotes y ha demostrado que

tiene efectos antiproliferativos in vitro e in vivo (Lorente y cols., 2004). Lorente ycols. en 2004 investigaron azasteroles como inhibidores de 24-SMT de T. cruzi de

la cepa Tulahuen. Las estructuras de los compuestos investigados se muestran

en la figura 30. Los compuestos mostraron efectos antiproliferativos contra T.

cruzi a concentraciones micro y nanomolares, similares a los datos obtenidos por

otros inhibidores de la enzima 24-SMT aislada de fungi y parásitos protozoarios y

el análisis de la composición de esterol indica que los compuestos inhiben 24-

SMT en estos parásitos estudiados.

Figura 30. Estructuras químicas de azasterol y las moléculas preparadas para el estudio.Modificado de Lorente y cols., 2004.

76



sustituido con varias cadenas laterales (Montalvetti y cols., 2001). Algunos son

potentes inhibidores de la reabsorción ósea y tienen uso clínico para el tratamiento

y prevención de osteoporosis, enfermedad de Paget (Bouzahzah, Jelicks, Morris,

Weiss y Tanowitz, 2005; Montalvetti y cols., 2001; Urbina y Docampo, 2003),

complicaciones asociados con metástasis ósea, múltiple mieloma, inflamación ósea

asociada con artritis reumatoide o enfermedades periodontales (Szajnman y cols.,

2003) y también han sido examinados por el tratamiento potencial de algunas

infecciones parasitarias, incluyendo las causadas por T. cruzi. Existe la idea de

que los bisfosfonatos inhiben la enzima farnesil pirofosfato sintasa de T. cruzi. La

selectividad para el parásito se basa en la captura selectiva del fármaco al interior

del acidocalsisoma, el almacén putativo de pirofosfato (Bouzahzah y cols., 2005;

Rodrigues y de Castro, 2002; Urbina y Docampo, 2003) y estudios in vitro handemostrado la actividad de estos compuestos contra el parásito al inhibir enzimas

involucradas en las reacciones de pirofosfatos orgánicos e inorgánicos tales como

la farnesil-pirofosfato sintasa, escualeno sintasa o pirofosfatasas (Urbina y

Docampo, 2003).

Montalvetti y cols. en 2001 reportaron la secuencia y expresión heteróloga de

un gen de T. cruzi, designado como TcFPPS que codifica a una FPPS funcional,

además demostraron que esta enzima recombinante es potencialmente inhibida

por bisfosfonatos que contienen nitrógeno; como pamidronato, alendronato y

risedronato (figura 34).

Figura 34. Estructuras químicas de los bisfosfonatos utilizados en el estudio de Montalvetti y cols.en 2001. Pamidronato, alendronato y risedronato resultaron potentes inhibidores de TcFPPS in vitro.

79



Szajnman y cols. desarrollaron derivados de ariloxietil tiocianato como una

nueva clase de potentes inhibidores del crecimiento de T. cruzi, entre los cuales,

los compuestos 4 y 5 (ver figura 35) se presentan como los principales miembros

de esta familia. El modo de acción de estos fármacos es el bloqueo de la vía

biosintética del ergosterol. Szajnman, Bailey, Docampo y Rodríguez en 2001

prepararon bisfosfonatos derivados de ácidos grasos, en los cuales, el átomo de

nitrógeno no está presente (1-hidroxialquil-1, 1-bisfosfonatos) y determinaron su

actividad anti-T. cruzi in vitro. Algunos fueron potentes inhibidores contra la forma

intracelular de T. cruzi, aunque carecieron de actividad contra epimastigotes. En

2003 Szajnman, Montalvetti, Wang, Docampo y Rodríguez prepararon derivados

bisfosfonatos sin el grupo hidroxil y los evaluaron contra el crecimiento de T. cruzi.

Además, tanto 1-hidroxi-1, 1-bisfosfonatos y 1,1-bisfosfonatos fueron evaluadoscomo inhibidores de TcFPPS y los primeros resultaron inhibidores potentes y

competitivos de la actividad de TcFPPS, tal efecto se pudo correlacionar con la

acción inhibitoria sobre el crecimiento de amastigotes. Szajnman, Ravaschino,

Docampo y Rodríguez en 2005 prepararon 1-amino-1,1- bisfosfonatos y evaluaron

sus actividades inhibitorias sobre el crecimiento de epimastigotes y amastigotes de

T. cruzi. Estos compuestos también resultaron potentes inhibidores de la actividad

de TcFPPS y la eficacia de cada compuesto sobre esta enzima se correlacionó

con la acción inhibitoria que exhibieron contra el crecimiento de amastigotes de T.

cruzi. Sin embargo, carecieron de efectos sobre epimastigotes.

Figura 35. Estructuras químicas de dos derivados ariloxietil tiocianatos desarrollados por Szajnmany cols., 2001.

80



Las cistein proteasas están involucradas en diversos aspectos de las

interacciones huésped-parásito y es la más abundante en la mayoría de

protozoarios; son las peptidasas reportadas con mayor frecuencia y mejor

identificadas presentes en los tripanosomátides; la mejor caracterizada en T.

cruzi es la cruzipaín, también conocida como cruzaín o GP57/51, la cual está

diferencialmente expresada en los cuatro estadíos principales del ciclo biológico

de T. cruzi, siendo más activa en la forma de epimastigote (Buckner, Griffin,

Wilson y Van Boris, 2001; Cazzulo, 2002; Engel, Doyle, Palmer y cols., 1998;

Lalmanach, Mayer, Serveau, Scharfstein y Gauthier, 1996) y de acuerdo a la fase de

su desarrollo, cruzaín se localiza en la superficie celular de los amastigotes o en

los compartimentos lisosomales y endosomales de epimastigotes (Caffrey, Scory y

Steverding, 2000). Es la principal proteinasa lisosomal y esto sugiere que tieneun rol prominente en la nutrición del parásito (al menos en el intestino del insecto

vector); también puede estar involucrada en la penetración del tripomastigote a la

célula mamífera, en un mecanismo de escape de la respuesta inmune del

huésped, unión a células blanco, replicación intracelular y en los pasos de

diferenciación del ciclo del parásito (Serveau y cols., 1996; Urbina, 2002; Urbina y

Docampo, 2003).

Cruzipaín es el antígeno inmunodominante reconocido durante la infección

humana (Serveau y cols., 1996) y es miembro de la familia C1 papain de cistein

proteinasas (CPs), la cual consiste en una mitad catalítica con alta homología a

catepsinas S y L (Caffrey y cols., 2000; Rodrigues y de Castro, 2002), contiene una

estructura tipo bisagra, rica en prolina y proteolíticamente sensible, seguida de

una secuencia politreonina, la cual separa el dominio catalítico y una C-

terminal altamente antigénica con una extensión larga de aproximadamente 130

residuos que pueden ser liberados por autocatálisis (Lalmanach y cols., 1996 ;

Serveau y cols., 1996). Al igual que las catepsinas de mamíferos, cruzaín es

sintetizada como pre-proenzima con tres dominios distintos; el pro-dominio, el

dominio catalítico y la extensión carboxi-terminal (Engel, Doyle, Palmer y cols.,

1998; Lalmanach y cols., 1996).

82



Los genes codificantes para esta proteasa han sido clonados y

expresados, la estructura molecular y cristal de la enzima recombinante ha sido

determinada y la evidencia experimental reportada en diversos artículos

publicados en los años 90`s sugiere que cruzaín es procesada en el retículo

endoplásmico y en el aparato de Golgi antes de llegar a los lisosomas de los

epimastigotes. Se ha reportado además, que esta proteinasa es un marcador

potencial para el seguimiento del transporte de proteínas y procesamiento a

través de la vía endosomal-Golgi-ER en tripanosomátides (Engel, Doyle, Palmer y

cols., 1998), así que, debido a la importancia de las funciones en las que

participa en los diversos estadíos del parásito T. cruzi, se ha considerado a

cruzipaín como un blanco excelente para el desarrollo de nuevos fármacos.

La primera generación de inhibidores peptidil diazometano y peptidil

fluorometano tenían limitada selectividad para cruzipaín debido a que originalmente

fueron desarrollados para papaín y otras proteinasas mamíferas relacionadas

(Lalmanach y cols., 1996; Serveau y cols., 1996). Pseudopéptidos derivados de

fluorometil-ketona, detienen, más que curar la infección de T. cruzi y los efectos

secundarios se observaron con concentraciones más altas que las necesarias

para tener los efectos de arresto. También se identificó que péptidos vinil-

sulfonas eran capaces de curar ratones infectados con T. cruzi (Lakhdar-

Ghazal y cols., 2002). Z(bencil-oxicarbonil)-Ala-Phe-flurometilketona y Z-Ala-

Imidazoil-norvalil-fluorometil ketona ocasionaron lisis de tripomastigotes de T.

cruzi solamente a altas concentraciones. Inhibidores diazometilketonas a bajas

concentraciones paralizaron la diferenciación de epimastigotes a tripomastigotes

en T. cruzi y alteraron la invasión de tripomastigotes a células huésped. Z-Phe-

Ala-fluorometilketona y Z-Phe-Arg-fluorometilketona bloquean la conversión de

amastigotes a tripomastigotes y viceversa de T. cruzi (Caffrey y cols., 2000).

Se ha planteado la hipótesis de que los efectos tripanocidas de los

inhibidores de cistein proteasa (CPI) resultan de la inhibición directa de cruzaín

activa, localizada dentro de los lisosomas. Engel, Doyle, Palmer y cols. en 1998

83



reportaron que dos tipos de CPI irreversibles, diseñados para unirse al sitio activo

de cruzaín, específicamente inhiben cruzaín en epimastigotes de T. cruzi de

la cepa Y, y demostraron que CPI inducen una alteración especifica en la vía

lisosomal-Golgi consistente con la alteración del auto-proceso de cruzaín y bloqueo

del transporte del aparato de Golgi al ser trasportados dentro de los organelos

de los epimastigotes donde se unen a cruzaín. Los CPI utilizados fueron

morfolinecarbonil-fenilalanina-homofenilalanina-vinil sulfona fenil (Mu-F-hF-VSPh) y

morfolineurea-fenilalanina-homofenilalanina-fluorometil ketona (Mu-F-hF FMK).

Engel, Doyle y cols. también en 1998, reportaron los resultados obtenidos

con el tratamiento con diversos CPI pseudopéptidos derivados de fluorometil

ketona en ratones C3H infectados con T. cruzi de la cepa Y en fase aguda y enfase crónica. Entre los inhibidores probados, N-metil piperazina-fe-homofe-vinil

sulfona fenil (Mu-F-hF-VSΦ) en un concentración de 20μM, fue el que bloqueó el

ciclo intracelular del parásito con mayor efectividad produciendo la muerte del

amastigote in vitro, y ninguno de los CPI probados produjo anormalidades en las

células huésped a las concentraciones que interrumpían el ciclo de vida del

parásito. En el modelo con ratones in vivo también se obtuvo la interrupción del

ciclo de vida T. cruzi; en el tratamiento de la fase aguda de la enfermedad con

100 mg/kg/día de Mu-F-hF-VSΦ, los 5 ratones de la cepa C3H inoculados con

4x106 tripomastigotes derivados de cultivo tisular sobrevivieron los 16 días del

experimento. A niveles ultraestructurales el tratamiento de Mu-F-hF-VSΦ en

amastigotes y epimastigotes produjo anormalidades en la vía de tráfico de

proteínas (en membrana nuclear, retículo endoplásmico, aparato de Golgi) y

modificó las cantidades de cruzaín localizadas en la membrana celular y en el

lisosoma, siendo esto consistente con el arresto del transporte de cruzaín. Con

una inoculación menor de tripomastigotes (1x105), N-Pip-F-hF-VSΦ bajo diferente

régimen de dosis basado en análisis farmacocinéticos los 10 ratones

inoculados sobrevivieron al menos 7 días más que los ratones control y 6

sobrevivieron 270 días después de la infección, 3 de los 6 ratones eran positivos

a parásitos en sangre, y el retratamiento con N-Pip-F-hF-VSΦ durante 21 días

84



(infección crónica) fue efectivo para 2 de ellos, logrando desaparecer la

parasitemia.

En 2000, Engel y cols. evaluaron el potencial para la resistencia a CPI en

T. cruzi, generando parásitos resistentes a CPI in vitro y describieron que la

resistencia a CPI resulta de la sobre-regulación de la vía secretoria

tripanosomal; los epimastigotes control secretan cruzaín maduro, mientras los

resistentes a CPI secretan una alta cantidad de precursores de cruzaín no

procesados. Análisis ultraestructurales de epimastigotes resistentes a CPI

mostraron hipertrofia estructural e hiperactividad de la vía secretoria. Los CPI

empleados fueron: 4-morfolina carbonil-fenilalanina-homofenilalanina-vinil sulfona

fenil (Mu-F-hF-VSΦ; la estructura se muestra en la figura 36) y N-Pip-fenilalanina-homofenilalanina-vinil sulfona fenil (N-Pip-F-hF- VSΦ) y transformaron T. cruzi CA-

I/72 (clon sensible a CPI) en CA-I/KR (clon resistente a CPI) con incrementos

graduales (2 a 200μM) de N-Pip-F-hF- VSΦ durante un año. Debido a la baja

actividad detectada de cistein proteinasas en CA-I/KR, se postula que T. cruzi

resistente a CPI podría utilizar otras proteasas para su supervivencia.

Figura 36. Estructura química de N-metil-piperazina-urea-F-hF-vinil-sulfona-fenil (Mu-F-hF-VSΦ); APC-3316, CRA-3316 o K-777. Reportado en el 2002 como fármaco en desarrollo en fase I/II.Tomado de Urbina y Docampo, 2003

Yong y cols. en 2000 probaron que otra posible limitación de CP como

blanco podría ser la aparición de poblaciones de parásitos que desarrollaran

resistencia a dichos inhibidores; estos investigadores reportaron una línea celular

T. cruzi fenotípicamente estable (R-Dm28 a partir de Dm28c) que mostró una

resistencia incrementada a Z- (SBz)Cys-Phe-CHN2, un inhibidor cistein proteasa

85



irreversible, el cual de manera preferencial inactiva enzimas tipo cathepsin L, como

cruzipaín. Entre los resultados obtenidos destacan la IC50 de R-Dm28 con el CPI

que fue alrededor de 13 veces mas alta que la de los parásitos silvestres (20 y 1.5

μM, respectivamente), expresión deficiente de cruzipaín, la metaciclogénesis fue

menos eficiente y los tripomastigotes fueron poco invasivos en comparación a

tripomastigotes Dm28c; la presencia en los lisados de R-Dm28 de una proteína

de 30kDa que fue identificada como una cathepsina tipo B, con lo que se

postula que la expresión disminuida de cruzipaín debido a alteraciones en la

maduración de esta, convierte a T. cruzi R-Dm28 menos sensible a los efectos

tóxicos de Z- (SBz)Cys-Phe-CHN2 y que la presencia de la proteinasa de 30

kDa (la cual es mayor que en las células silvestres) compensa las necesidades

metabólicas de la replicación del parásito.

Cruzaín es la principal enzima lisosomal con participación activa en

diversas funciones de los estadíos de T. cruzi, por lo que se convierte en un

blanco potencial para el desarrollo de fármacos. Los primeros CPI fueron

diseñados para proteínas mamíferas relacionadas a cruzaín, por lo que carecían

de una adecuada selectividad, posteriormente se siguieron diseñando y

evaluando CPI específicos para cruzaín con buenos resultados.

Entre algunas de las limitaciones de este blanco se pueden

mencionar la resistencia a CPI de algunas cepas de T. cruzi , pero a pesar

de esto, en el 2002, la corporación farmacéutica Celera Genomic

(http://www.celera.com/celera/pr_1056752136) anunció que el Instituto para Un

Mundo Saludable (IOWH) y los Institutos Nacionales de Salud de EUA (NIH) habían

iniciado el desarrollo del compuesto CRA-3316, inhibidor de cruzipaín específico,

como un nuevo tratamiento potencial para la enfermedad de Chagas. Este

fármaco se reporta como el único en desarrollo en la fase I/II. Este compuesto,

también conocido como APC-3316 o K-777, es de los compuestos investigados

por Engel y cols. en diversos de sus artículos; el N-metil-piperazina-urea-F-hF-vinil-

sulfona-fenil (Mu-F-hF-VSΦ).

86



4.1.6 Inhibición de la captura de purinas

Los parásitos tripanosomátides son absolutamente deficientes en la

biosíntesis de novo de purinas. En su lugar, estos parásitos toman dichos

compuestos esenciales de su medio de crecimiento. Hipoxantina-guanina

fosforribosil transferasa (HGPRT) es una enzima tripanosomátida involucrada en la

captura de purinas del huésped para convertirlas a ribonucleótidos (Maya y

cols., 2007; Rodrigues y de Castro, 2002; Urbina, 2002; Urbina y Docampo, 2003), y

por lo tanto, se convierte en un blanco bioquímico en estos organismos.

El fármaco Alopurinol (4-hidroxi-pirazol-(3,4d)-pirimidina; HPP) ha sido usado

por largo tiempo en humanos para el tratamiento de la gota; ya que estecompuesto es transformado en los vertebrados a oxipurinol, un inhibidor potente

de la xantina oxidasa (Urbina, 2002). En tripanosomátides, los cuales son

deficientes en xantina oxidasa, HPP (estructura química en la figura 37) actúa

como un análogo de purina y es incorporado a través de la HGPRT al DNA del

parásito, esta incorporación produce la formación de nucleótidos no fisiológicos y

el bloqueo de la síntesis de novo de nucleótidos purina, interrumpiendo así la

síntesis de RNA y proteínas.

Figura 37. Estructura química del fármaco Alopurinol (HPP). Tomado dehttp://redpoll.pharmacy.ualberta.ca/drugbank/

El alopurinol (HPP), como candidato para el tratamiento de la enfermedad

de Chagas ha sido estudiado durante varias décadas; investigaciones de

Berens y cols. a finales de los 70`s demostraron que este compuesto es

biológicamente activo contra los cultivos de T. cruzi, e investigando el

metabolismo de HPP en este organismo se encontró que es metabolizado de

87



manera secuencial a HPP ribonucleosido monofosfato (HPPR-MR) y

4-aminopirazolo [3,4-d]pirimidina (aminopurinol; APP) ribonucleosido mono-, di- y

trifosfato (APPR-MP, APPR-DP y APPR-TP), y APPR-TP es incorporado al RNA.

Este mismo grupo de investigadores, en 1982 demostraron que el metabolismo de

HPP en las formas intracelulares y sanguíneas era idéntico al reportado para las

formas en cultivo, además que este fármaco erradica las infecciones de T. cruzi

de cultivos celulares de origen humano. Nakajima-Shimada, Hirota y Aoki en 1996,

establecieron un sistema de cultivo que consistía en células HeLa infectadas con

T. cruzi de la cepa Tulahuen y utilizando este sistema reportaron que HPP y otros

análogos de purina que incluían 3´-desoxinosina y 3´-desoxiadenosina inhibían la

proliferación de amastigotes en células HeLa.

Este fármaco ha mostrado actividad en modelos animales de la fase

crónica de la enfermedad de Chagas, pero con marcada diferencia en la

susceptibilidad al fármaco entre las diferentes cepas de T. cruzi (Rodrigues y de

Castro, 2002; Urbina, 2002; Urbina y Docampo, 2003), y en cuanto a resultados de

la actividad en humanos hay reportes conflictivos de la eficacia terapéutica del

alopurinol.

En el tratamiento de la fase crónica de la enfermedad de Chagas, en una

investigación clínica realizada por Gallerano, Marr y Sosa en 1990 donde se

comparó la eficacia de HPP, Nif y Benz, se encontró que HPP (600 o 900

mg/día/60 días) fue tan efectivo como los dos nitrofuranos, pero sin presentar los

efectos adversos; resultados que concuerdan con los posteriormente reportados

por Apt y cols. quienes en 1998 concluyeron, a partir de un estudio clínico

realizado en Chile a individuos con la enfermedad de Chagas crónica, que HPP

(8.5mg/Kg/60 días) tuvo alto rango de efectividad con menos efectos secundarios

en comparación a Nif y Benz. Contrario a lo anterior, los resultados de un estudio

clínico realizado en Brasil por Rassi y cols. en 2007, a individuos en la fase crónica

de la enfermedad de Chagas a quienes se les administró HPP (vía oral,

88



900mg/día/60días) mostraron que este fármaco no eliminó T. cruzi de la sangre

periférica de los sujetos infectados.

Debido a lo contradictorio de los resultados, se necesitan más estudios

para reevaluar la eficacia de este fármaco en el tratamiento de la enfermedad

que nos ocupa.

4.1.7 Inhibición de dihidrofolato reductasa

Dihidrofolato reductasa (DHFR) y timidilato sintetasa (TS) existen como una

proteína bifuncional en diferentes especies de protozoarios y ha sidoexitosamente utilizada como blanco en la quimioterapia de cáncer, malaria e

infecciones bacterianas y parasitarias (Maya y cols., 2007; Rodrigues y de

Castro, 2002). Esta enzima cataliza un paso crucial en la vía única de novo para

la síntesis de nucleótidos de DNA en tripanosomátides (Urbina y Docampo,

2003); el folato es un nutriente esencial para todos los organismos debido a que

su forma reducida es un precursor de cofactores requeridos para la síntesis de

DNA, RNA y proteínas. LA DHFR cataliza la reducción de folato a dihidrofolato

(DHF) y DHF a tetrahidrofolato (THF) por medio del cofactor NADPH. Las formas

metiladas de THF sirven como donador de carbono para la síntesis de ácido

timidílico en una reacción catalizada por timidilato sintasa (TS). Como el ácido

timidílico es esencial para la síntesis de DNA, el bloqueo de DHFR o TS origina

la muerte celular (Senkovich, Bhatia, Garg y Chattopadhyay, 2005).

Trimetrexato (TMQ; figura 38), un fármaco antifolato lipofílico aprobado por la

FDA para el tratamiento de infecciones de Pneumocystis carinii en pacientes

AIDS, ha demostrado también que es un potente inhibidor de T. cruzi;

Senkovich y cols. en 2005, reportaron que TMQ presentó actividad inhibitoria contra

DHFR-TS de T. cruzi y contra las formas de tripomastigote y amastigote del

mismo parásito. Utilizando Tripomastigotes de la cepa Sylvio X-10/4 de cultivos en

89



monocapa de células C2C12 infectadas se obtuvieron actividades inhibitorias

contra T. cruzi a concentraciones entre 19 y 72 nM para tripomastigotes y

amastigotes; lo que representa de 100 a 200 veces mayor actividad inhibitoria

que la de Benz y Nif, aunque no se probó (o no se ha probado) este fármaco

en un modelo animal. También se destaca que TMQ es un buen inhibidor de

DHFR humana.

Figura 38. Estructura química de trimetrexato (5-metil-6-[(3,4,5-trimetoifenil) aminometil]quinazolina-2,4-diamina). Tomado de http://redpoll.pharmacy.ualberta.ca/drugbank/

DHFR resulta una enzima crucial para la síntesis de DNA, RNA y

proteínas, por lo que se convierte en un blanco prometedor para el tratamiento de

la enfermedad de Chagas. Sin embargo, aunque algunos inhibidores de DHFR

han demostrado actividad selectiva anti-T. cruzi in vitro, aún no se demuestra

actividad selectiva y significante in vivo debido a que las células mamíferas

podrían también ser susceptibles a estos fármacos. En este aspecto se podría

apuntar hacia el diseño de inhibidores de DHRF altamente selectivos para T.

cruzi.

90



4.2 FÁRMACOS MISCELANEOS

En la búsqueda de nuevos compuestos para el tratamiento de la TA, se

han identificado diversos grupos de fármacos con actividad contra T. cruzi. En

este apartado se abundará en este grupo de compuestos a los que se les ha

identificado con otro fin quimioterapéutico pero también se les ha descubierto

actividad anti-T. cruzi.

4.2.1 Alquilisofosfolípidos (ALPs)

Se desarrollaron como fármacos anticancerígenos y han sido estudiados en

modelos tumorales y de leucemia, además se ha reportado que algunos

compuestos de este grupo tienen actividad antiprotozoaria contra L. donovani

tanto in vitro como in vivo (Croft, Snowdon y Yardley, 1996; Lira, Contreras, Rita, y

Urbina, 2001; Rodrigues y de Castro, 2002). La actividad anticáncer de los ALPs al

parecer recae en sus efectos sobre la biosíntesis de fosfolípidos, protein cinasa C,

fosfolipasa C, invasión celular y activación de macrófagos (Croft y cols., 1996).

Siguiendo en esta línea de investigación, Croft, Snowdon y Yardley en 1996

realizaron un estudio comparativo de la actividad de cuatro ALPs (ver figura 39)

contra L. donovani y reportaron además que estos ALPs presentaban actividad

contra T. cruzi y T. brucei. Utilizando las cepas Y y Tulahuen de T. cruzi, para los

estudios in vitro aislaron macrófagos peritoneales de ratones de la cepa CD1 y

los infectaron con tripomastigotes derivados de cultivos de mioblastos L6 con las

cadenas mencionadas en una proporción de 5 parásitos por macrófago. Los

macrófagos infectados y tripomastigotes de los cultivos de mioblastos fueron

incubados con varias concentraciones de ALPs para determinar la dosis efectiva

50 y la presencia y motilidad de tripomastigotes. Para los estudios in vivo, se

infectaron intraperitonealmente ratones de la cepa BALB/c con 5-10x104

91



tripomastigotes y se trataron con ALPs y Nif por vía oral una vez al día durante

cinco días. De los resultados obtenidos se destaca que los cuatro ALPs fueron

activos contra amastigotes intracelulares en macrófagos, con valores de dosis

efectivas cincuenta (ED50) en el rango de 0.1 a 1.5 μM, mientras la ED50 de Nif fue

de 2.7 μM y de los experimentos in vivo, ilmofosina, miltefosina y edelfosina

suprimieron la actividad de T. cruzi de cadena Y, mientras que ilmofosina y

miltefosina la de T. cruzi de cadena Tulahuen; todos estos compuestos, a dosis

de 30 mg/Kg.

Figura 39. Estructura química de los ALPs empleados en el estudio. Estos compuestos tienenactividad significante contra amastigotes intracelulares de T. cruzi in vitro y contra el mismoparásito in vivo. De los modelos en ratones, solo ilmofosina y miltefosina mostraron actividadprometedora contra T. cruzi. Tomado de Croft y cols., 1996.

Lira y cols. en 2001, presentaron los resultados de un estudio sobre los

efectos bioquímicos de tres ALPs (ET-18; edelfosina , ilmofosina y miltefosina)

sobre T. cruzi. Los efectos antiproliferativos de los tres ALPs contra el estadío de

epimastigote de T. cruzi de las cepas Y y EP presentaron un comportamiento

dosis-dependiente, las IC50 después de 120 horas para edelfosina, miltefosina e

ilmofosina fueron 3, 1 y 3 μM, respectivamente. Los efectos sobre el estadío de

amastigote fueron mas potentes que contra el estadío de epimastigote y los efectos

de los tres ALPs sobre los parásitos fueron irreversibles y presumiblemente,

estos efectos selectivos anti-T. cruzi son debido a una inhibición especifica de la

biosíntesis de fosfatidilcolina (PC) y esta actividad anti-proliferativa puede ser

92



potenciada por inhibidores de la biosíntesis de esterol. Los resultados sugieren

una posible explicación para su actividad anti-parasitaria selectiva y también

demostraron sinergia anti-proliferativa de combinaciones de ALPs y ketoconazol.

Santa-Rita, Lira, Barbosa, Urbina y de Castro en 2005 investigaron los

efectos de la combinación de ALPs con ketoconazol sobre amastigotes y sobre

epimastigotes de la cepa Y. Los ALPs estudiados fueron: edelfosina, ilmofosina y

miltefosina y los resultados mostraron efectos sinérgicos contra ambas formas

del parásito, un hecho probablemente relacionado a los efectos de ambos tipos

de fármacos sobre la composición de fosfolípidos y esterol del parásito. Además

que se demostró que edelfosina y ketoconazol inducen alteraciones en la

membrana plasmática, reservomas y mitocondrias de T. cruzi, probablemente através de la interferencia con el metabolismo de lípidos.

4.2.2 Derivados de Tiazidina

Derivados de tiadiazina han sido sintetizados y estudiados para establecer

sus actividades biológicas. En diversos estudios se ha establecido la actividad

antibacterial, antifúngica, antiviral y tuberculostática de derivados de 3,5-disustituido-

tetrahidro-2H-1,3,5-tiadiazin-2-tiona y siguiendo con este grupo de compuestos, se

evaluó la actividad anti-epimastigote in vitro encontrándose que eran efectivos a

100 μg/ml y algunos incluso a 1 μg/ml. Muelas y cols. en 2002 realizaron ensayos

biológicos para evaluar la toxicidad no específica en macrófagos murinos J774 y la

actividad anti-amastigote de estos compuestos en ratones de la cepa NMRI

infectados intraperitonealmente con 104 tripomastigotes de la cepa Y. Todos los

compuestos fueron tóxicos para los macrófagos a 100 μg/ml. Algunos de estos se

presentaron activos contra amastigotes a concentraciones de 10 μg/ml. Uno de

estos compuestos se utilizó para ensayos in vivo y a una dosis de 50

mg/kg/día se observó una reducción de la parasitemia aunque menor a la

observada con Nif.

93



4.2.3 Diamidinas aromáticas

Diamidinas aromáticas representan una importante clase de compuestos

que se unen al surco menor del DNA, las cuales han demostrado efectividad

contra parásitos protozoarios cuyo blanco es el DNA del parásito. Furamidina, una

bis-amidina, tiene una potente actividad contra microorganismos como

Pneumocystis jiroveci, Plasmodium falciparum y Tripanosoma rhodesiense (de

Souza y cols., 2006). de Souza, Menna-Barreto y cols. en 2006 investigaron los

efectos sobre T. cruzi de DB75; un derivado bis-amidina difenilfurano conocido

como furamidina y DB569; análogo de DB75 fenil-sustituido (ver figura 40). DB75 y

DB569 ejercieron actividad contra T. cruzi de la cepa Y; DB569 mostró mayor

actividad antiparasitaria que DB75 (IC50 de 4.0 y 2.2 μM, respectivamente). Elanálisis ultraestructural mostró que estos compuestos indujeron a la pérdida del

potencial de membrana mitocondrial, exposición de fosfatidilserina (PS),

desorganización del quinetoplasto y fragmentación del DNA, lo cual son

características de la muerte celular programada (apoptosis). El mecanismo de

acción exacto por el cual las diaminas aromáticas ejercen su acción tripanocida no

está completamente establecido, pero con los resultados anteriores se

demuestra que la exposición a DB75 y DB569 causa en el parásito una muerte

similar a la apoptosis; remarcando que DB569 tiene mayor actividad triapnocida

que DB75.

Figura 40. Estructuras químicas de DB75 y su análogo N-fenil-sustituido DB569. Tomado de deSouza, Menna-Barreto y cols., 2006.

De Souza y cols. en 2006 investigaron la eficacia de DB569 in vivo en un

modelo de ratón de la cepa Swiss infectado de T. cruzi de la cepa Y, utilizando

94



como fármaco de referencia al Benz (dosis de 100mg/kg por vía oral durante 10

días). El tratamiento con DB569 vía intraperitoneal tanto de 20 como 50 mg/Kg

ocasionaron los más bajos niveles de mortalidad que los del grupo no tratado y no

se observó toxicidad. Ambas dosis redujeron parcialmente el número de parásitos

circulantes en comparación al grupo de ratones no tratados, pero según los

resultados que estos investigadores reportan, DB569 fue menos efectivos que

Benz.

4.2.4 Dinitroanilinas

Trifuralin (α, α, α-2,6-dinitro-N-N-dipropil-p-toluidina; figura 41) es unherbicida que afecta la división celular en plantas, alterando la organización

microtubular y deteniendo la división en metafase. También se observó que inhibía

la polimerización microtubular en algunos parásitos protozoarios, como varias

especies de leishmanias y T. brucei, y esto motivó a Zaidenberg y cols. a

investigar el efecto de trifuralin sobre T. cruzi. Este grupo de investigadores

(Zaidenberg, Tournier, Schinella, Marin y Buschiazzo), en 1999 evaluó la actividad

de dicho fármaco sobre los tres principales estadíos de T. cruzi; clon BraCl5C2

(epimastigotes, amastigotes y tripomastigotes) in vitro y su eficacia en un modelo

murino in vivo. Trifluralin produjo un efecto dosis-dependiente en la inhibición del

crecimiento de amastigotes y epimastigotes in vitro, y en el modelo in vivo utilizaron

ratones de la cepa CFl infectados con 1x105 tripomastigotes del clon H510C8C3, a

los cuales administraron 100 mg/kg de trifluralin por vía oral durante 30 días;

como fármaco de referencia emplearon Benz a la misma dosis. En los resultados

se reportan que trifluralin retrasó la muerte de los animales infectados y la

supervivencia al final del estudio fue mayor en el grupo tratado con trifluralin en

comparación al grupo tratado con Benz.

Al parecer, este es el primer estudio en el cual se evalúa la actividad anti-T

cruzi de trifluralin y resulta de gran importancia debido a que se establece la

95



eficiencia de este herbicida contra los estadíos proliferativos de T. cruzi y se

observa que es capaz de retrasar la muerte de ratones infectados

experimentalmente en un modelo agudo con la enfermedad de Chagas.

Figura 41. Estructura química de trifluralin. Tomado de Zaidenberg y cols., 2006.

Después de reportar los efectos de trifluralin sobre T. cruzi in vitro e in vivo

en un modelo murino agudo, este mismo grupo de cientifícos, en 2006investigaron la eficacia del herbicida para el tratamiento de la enfermedad crónica

de Chagas en un modelo murino. Ratones de la CFl fueron infectados con 1x105

tripomastigotes del clon H510C8C3; el cual es altamente patogénico y

cardiomiotrófico, y fueron tratados con Benz en la fase aguda con dosis supresivas

(10 dosis de 50 mg cada una). En el día 90 de infección y en una fase

intermediaria de la enfermedad crónica de Chagas se inició el tratamiento con 50

mg/Kg/día de trifluralin durante 60 días. Como fármaco de referencia se empleó

Benz a la misma dosis. De los resultados obtenidos se destaca que la mortalidad

de la enfermedad crónica de Chagas en ratones disminuyó significantemente

después del tratamiento con trifluralin y Benz. En diversos estudios se reporta que

trifluralin no es genotóxico, no tiene potencial carcinogénico ni teratogénico y

debido a que las tubulinas son codificadas por múltiples copias de genes, es

menos probable que se desarrolle resistencia a este fármaco. No se han

reportado efectos a largo plazo en la salud de humanos, y en casos de

toxicidad aguda se presenta irritación dérmica y en ojos, nausea, y en ocasiones

dolor de cabeza, fiebre y debilidad. Debido a los resultados prometedores en

ensayos tanto in vitro como in vivo en modelos animales y a su baja toxicidad,

este fármaco resulta prometedor para tratamientos a largo plazo.

96



4.2.5 Derivados nitroimidazoles

Petray, Morilla, Corral y Romero en 2004 evaluaron la actividad tripanocida in

vitro de un 2-nitroimidazol; el etanidazol (EZL, SR-2508, figura 42) sobre

tripomastigotes de la cepa RA en células Vero y macrófagos murinos J774

(infectados en una proporción de 10:1) y la compararon con la actividad de Benz.

El tratamiento con EZL (concentraciones de 3 a 243 μM) provocó una reducción

dosis-dependiente en el número de tripomastigotes RA y fue más activo contra

amastigotes (la forma intracelular). No se reportaron cambios en la viabilidad de

células Vero y de macrófagos J774.

Figura 42. Estructuras químicas de (a) etanidazol (EZL) y de (b) Benznidazol (Benz). Tomado dePetray y cols., 2004.

Etanidazol fue menos potente para eliminar al parásito que el fármacoutilizado como referencia; Benz, pero considerando los efectos secundarios, de

estudios anteriores se ha comprobado que etanidazol es menos neurotóxico in

vivo, en cambio está bien documentado la diversidad de efectos secundarios que

produce la administración de Benz.

4.2.6 Dialquilaminas

Aran y cols. en 2005 sintetizaron una serie de nuevos 3-alcoxi y 3-hidroxi-[ω-

(dialquilamino)alquil]-5-nitroindazoles y determinaron sus actividades antichagásicas

in vitro contra la forma de amastigote de cadena Brener. Los compuestos 8, 10 y

11 tuvieron un porcentaje de inhibición del crecimiento de amastigotes entre 80 y

97



100 a 25μM de concentración y esta actividad citotóxica fue específica, ya que a

esta misma concentración la citotoxicidad contra macrófagos fue del 0 al 10%.

4.2.7 Derivados de Indazol

Gerpe y cols., en 2006 sintetizaron una serie de derivados N-oxido de indazol

y determinaron sus actividades antichagásicas in vitro contra epimastigotes y

tripomastigotes de las cepas Brener y Tulahuen a diferentes concentraciones. De los

resultados obtenidos resalta el compuesto 3-Ciano-2-(4-iodofenil)-2H-indazol N-

óxido, el cual exhibió alta actividad antichagásica sobre las dos cepas y los dos

estadíos de tripanosoma utilizados y el hecho de que la presencia del grupo N-oxidoes importante para la actividad antichagásica. Esta investigación reporta por

primera vez la actividad antichagásica de 5- nitroindazoles e indazoles N-óxido.

Estos grupos de fármacos con utilidad variada ofrece otra alternativa de

estudio para la quimioterapia antichagásica, en los que resulta necesario

enfocarse también en los mecanismos de acción para su actividad tripanocida.

Basándose en los resultados obtenidos, en algunos casos se pueden continuar

los estudios en modelos animales, o basarse en la estructura de los fármacos

para el diseño de compuestos con mayor efectividad antiparasitaria y menor

citotoxicidad para el organismo huésped.

98



4.3 FÁRMACOS DE COMPUESTOS NATURALES

Agentes terapéuticos de algunas clases farmacológicas están en continuo

análisis con el objetivo de identificar fármacos más activos y menos tóxicos pero

no se han obtenido resultados satisfactorios. Los productos naturales continúan

siendo una fuente importante de agentes terapéuticos, especialmente para el

tratamiento de enfermedades infecciosas (Salem y Werbovetz, 2006). Algunos

productos naturales de diferentes clases estructurales han demostrado ser activos

contra T. cruzi y la investigación de extractos de plantas es una estrategia válida

utilizada con la intención de descubrir productos naturales tripanocidas. A

continuación se abundará en estudios farmacológicos realizados con compuestos

obtenidos de fuentes naturales.

Extractos metabólicos de raíces de Aristolochia taliscana (aristolochiaceae)

han mostrado actividad tripanocida. A. taliscana y otras especies de Aristolochia

son localmente llamadas “Guaco” en Guatemala, y generalmente son utilizadas

como remedios para diarrea, mordidas de serpientes y afecciones dermatológicas.

La investigación química de A. taliscana ha reportado el aislamiento de cuatro

neolignanos. Abe y cols. en 2002 publicaron los resultados de una investigaciónpreliminar de algunas plantas mexicanas con actividad tripanocida sobre

epimastigotes de la cepa H6 y la identificación de los constituyentes activos en el

Guaco ( A. taliscana). Para la investigación preliminar, eligieron plantas y medicinas

herbales usadas principalmente con propósitos antiparasitarios en México y

Guatemala; 20 familias y 37 especies. En 18 de los 43 extractos se observo

actividad tripanocida a casi 2 mg/ml, y 13 mostraron actividad a 1mg/ml. En la tabla

2 se enlista las plantas examinadas.

99



Familia Nombre científico Nombre localParte

(solvente)Actividad a

2 mg/mlActividada 1 mg/ml

Annonaceae Annona reticulata Anona LT (M) + +

Annona muricata Guanábana S (M) + +

Aristolochiaceae Aristolochia taliscana Guaco R (M) + +Burseraceae Bursera simaruba Palo mulato LT (M) - -

Cecropiaceae Cecropia obtusifolia Guarumbo L (M) + -

Chenopodiaceae Chenopodium graveolens Epazote de zorrillo G (M) + +/-

Chenopodium ambrosioides Epazote morado G (M) - -

Compositae Artemisia ludoviciana var.mexicana

Estafiate L (M) +/- -

Bidens odorata Mosote blanco G(M) + +/-

Cucurbitaceae Maximowitzia sonorae Guareque R (M) - -

Elaeocarpaceae Muntingia calabura Capulín rojo L (M) + -

Euphorbiaceae Croton draco Sangre de grado L (M) - -

Hura polyandra Haba o Habilla S (M) - -

Guttiferae Calophyllum brasiliensee ) Bari L (A) + +Calophyllum brasiliense Bari L (M) - -

Clusia salvinii Lobo de tigre L(M+C) - -

Clusia guatemalensis Lobo de tigre L (M) - -

Garcinia intermedia Limoncillo L(M+C) + +

Mammea americana Zapote Domingo P (A) + +

Vismia baccifera Vismia L (M) - -

Lauraceae Persea americana Aguacate S (M) + +/-

Leguminosae Brongniartia podalyrioides Hierba de la Víbora R (M) - -

Eysenhartia polystachia Palo Dulce S (M) - -

Gliricidia sepium Cocuite L (M) + -

Haematoxylum brasileto Palo de Brasil S (M) + +/-

Lonchocarpus unifoliolatum L (M) - -

Lonchocarpus oaxacensis R (M) - -

Senna hirsuta Yecapahtzin LT (M) + +/-

Zornia thymifolia Hierba de la víbora L (M) + +/-

Marvaceae Malvaviscus arboreus Azocopacle L (M) - -

Myrtaceae Psidium guajava Guayaba L (M) - -

Piperaceae Piper sp. L (M) + +

Piper auritum Acuyo L (M) - -

Polypodiaceae Phlebodium aureum Lengua de ciervo G (M) - -

Rubiaceae Hamelia patens Balletilla LT (M) - -

Sapotaceae Pouteria sapota Mamey S (M) +/- -

Urticaceae Urtica dioica Ortiga LT (M) - -

Verbenaceae Aloysia triphylla Té cedrón L (M) - -

Lippia dulcis Hierba dulce L (M) - -

Tabla 2. Plantas examinadas y su actividad tripanocida sobre epimastigotes de cadena H6. LT:hojas y ramas, R: raíces, F: frutos, L: hojas, G: tallos, S: vástagos, P: cáscaras de fruta. M: metanol,

A: acetona, C: bicloruro de etilo. + significa que todos los epimastigotes fueron inmovilizados, +/-significa que 80-90% de epimastigotes fueron inmovilizados. Tomado y modificado de Abe y cols.,2002.

100



Los extractos en metanol de las raíces de A. taliscana inmovilizaron todos

los epimastigotes a 0.5mg/mL y se extrajeron 4 neolignanos; eupomatenoid-7 (1),

licarin A (2), eupomatenoid-1 (5) y licarin B (6), y 2 lignanos: austrobailignan-7 (3) y

fragransin E1 (4). Las estructuras químicas de estos compuestos se muestran en

la figura 43. Los compuestos 1-4 mostraron la más alta actividad contra los

epimastigotes y los autores sugieren que la actividad tripanocida del Guaco es

debida principalmente al compuesto 1: eupomatenoid-7.

Figura 43. Estructuras químicas de los compuestos aislados de la raíz de A. taliscana. Esta laprimera vez que se aíslan los compuestos 3 y 4 del Guaco. Tomado de Abe y cols., 2002

Continuando con la búsqueda de constituyentes tripanocidas en plantas,

Abe y cols., encontraron que el extracto metanólico de la corteza de Garcinia

subelliptica MERR. (Guttiferae) tenía considerable actividad; de la cual ya se habían

aislado varias xantonas preniladas, garciniaxantonas A-E y subelliptenonas A-I,

derivados benzofenona y derivados floroglucinol de varias partes de esta planta y se

habían reportado también actividades biológicas antioxidantes y bacteriológicas.

En 2003 este grupo de investigadores examinó la actividad tripanocida contra

tripomastigotes y epimastigotes y la citotoxicidad contra células HeLa in vitro,

además describieron las estructuras de dos nuevas xantonas aisladas y laactividad tripanocida y citotoxicidad in vitro de los compuestos aislados de la

corteza de G. subelliptica. Del extracto metanólico se aislaron 10 compuestos;

Fukugetin y 9 xantonas, las estructuras químicas se muestran en la figura 44.

Algunas xantonas resultaron tóxicas contra las células HeLa, y Garciniaxantona B

es el compuesto que mostró mayor actividad tanto contra epimastigotes como

101



contra tripomastigotes, y es el candidato para seguir estudiándolo, aunque también

resulta con cierta toxicidad para células HeLa.

Figura 44. Estructuras químicas de los compuestos aislados de la fracción metabólica de G.subelliptica. Los compuestos 6 y 5 son las nuevas xantonas aisladas. Modificado de Abe y cols.,2003.

Abe y cols. en 2004 investigaron la actividad tripanocida contra

tripomastigotes in vitro de los componentes de las hojas de Garcinia intermedia y

duramen de Calophyllum brasiliense, las cuales pertenecen a la familia Guttiferae.

Se ha reportado el aislamiento de xantonas de C. brasiliense y actividad

quimiopreventiva de cáncer. De los compuestos separados del extracto CH2Cl2-MeOH de G. intermedia (los cuales se muestran en la figura 45A), guttiferona A es

el compuesto principal de la actividad tripanocida de dicha planta, y es la primera

vez que se demuestra la actividad tripanocida de guttiferonas. Del extracto MeOH-

acetona de C. brasiliense se aislaron cuatro xantonas (ver figura 45B), de las

cuales jacareubin, 6-deoxijacareubin y 8 mostraron actividad tripanocida.

102



Figura 45. Estructuras químicas de los compuestos aislados de A) Garcinia intermedia yB) Calophyllum brasiliense. 3 y 4 son biflavonoides. Tomado de Abe y cols., 2004.

Nagafuji, Okabe, Akahane y Abe en 2004 investigaron la actividad contra

tripomastigotes y epimastigotes de T. cruzi in vitro de Physalis angulata L., de la

familia Solanaceae, la cual es tradicionalmente utilizada con propósitos

antipiréticos en Japón. Del extracto metanólico se aislaron 10 withanolides (ver

figura 46), los cuales reportaron mayor actividad tripanocida contra la forma de

tripomastigote que contra la forma de epimastigote, sin embargo la actividad

contra células HeLa es considerable, por lo que los autores sugieren enfocarse

en hacer la toxicidad más selectiva a T. cruzi.

Figura 46. Estructura química de los compuestos aislados de P angulata. Tomado de Nagafuji ycols., 2004.

103



Abe y cols. en 2005 describen los resultados de una investigación preliminar

continua de pruebas para actividad tripanocida en algunas plantas mexicanas,

además presentan los resultados de la actividad contra tripomastigotes y

amastigotes de T. cruzi in vitro de las semillas de Persea americana, de la familia

Lauraceae. El extracto metanólico presentó moderada actividad contra

epimastigotes y se aislaron 8 compuestos (ver figura 47): tres derivados 1,2,4-

trihidroxiheptadec-16-eno; tres derivados 1,2,4-trihidroxiheptadec-16-ino y dos

derivados 1,2,4-trihidroxinonadecano. A diferencia de los compuestos extraídos

de las plantas anteriores; los compuestos aislados de P. americana tuvieron la

misma actividad contra epimastigotes y tripomastigotes.

Figura 47. Estructuras químicas de los compuestos aislados de P. americana. Tomado de Abe ycols., 2005.

Continuando con el estudio de la actividad tripanocida de P. angulata, Abe,

Nagafuji, Okawa y Kinjo en 2006, aislaron tres nuevos withanolides, designados

como phisagulin L, M y N. las estructuras de los compuestos anteriores se

muestran en la figura 48. Estos nuevos withanolides mostraron débil actividad

contra tripomastigotes de T. cruzi.

Figura 48. Estructura química de los compuestos withanolides aislados de P. angulata. Modificadode Abe y cols., 2006.

104



Investigaciones previas han demostrado que el veneno de la serpiente

Bothrops jararaca inhibe el crecimiento de epimastigotes de T. cruzi, causando el

aumento de tamaño de la mitocondria y desorganización del quinetoplasto y debido

a que las alteraciones ultraestructurales observadas en la mitocondria después

del tratamiento con el veneno se sugirió que el daño de este organelo fue

probablemente responsable de la inhibición del crecimiento. Así que Deolindo y cols.

en 2005 se enfocaron en identificar si era la muerte celular programada o necrosis

lo que se inducía en epimastigotes de T. cruzi de la cepa Y durante el tratamiento

con el veneno de B. jararaca. El efecto con el tratamiento de veneno fue dosis-

dependiente y no se detecto crecimiento cuando se trató a los parásitos con 25 o

50 μg/ml de veneno, además se observó alteración de la mitocondria,

condensación citoplasmática, pérdida del potencial de membrana, exposición defosfoserina en el lado externo de la membrana plasmática, activación de proteínas

tipo caspasa 3 y fragmentación de DNA; todo lo anterior apoya la idea de que este

veneno induce la muerte en epimastigotes al desencadenar la muerte celular

programada. Esto indica que la manipulación farmacológica e inmunológica del

proceso de muerte celular programada podría conducir a nuevos avances

terapéuticos para enfermedades crónicas.

El ajo ( Alliom sativum) se ha utilizado por más de 400 años en la medicina

tradicional contra infecciones, enfermedades cardiovasculares y cáncer. El principal

componente sulfuro del ajo es alliin (S-2-propenil-L-cisteina-S-óxido) y es el

componente antibacterial del ajo, el cual es espontáneamente degradado al principal

producto (E,Z)-ajoene-(4,5,9-tritiadodeca-1,6,11-trieno 9-óxido). Se han descrito

varios efectos para el ajoene, entre los que se destacan el efecto inhibitorio sobre

la agregación plaquetaria y actividad citotóxica, antifúngica, antiviral,

antitripanosomal y antimalárica. A nivel bioquímico, es un inhibidor de la síntesis

de colesterol, 5-lipooxigenasa y prostaglandin sintasa. En 1999, Gallwitz y cols.

reportaron las interacciones de ajoene con GR humana y TR de T. cruzi y

demostraron que ajoene es un inhibidor covalente de GR humana y TR de T. cruzi

105



y esto las convierte en moléculas blanco para el desarrollo racional de fármacos

antitumorales y antiparasitarios.

Piper regnelli (MIQ) C. DC. Var. pallescens (C.DC.)YUNCK (Piperaceae) es un

planta popular conocida en Brasil como ‘Pariparoba’ y crece en regiones tropicales

y subtropicales del mundo. Las hojas y raíces son utilizadas en forma de

infusiones, extractos crudos o como plastas para tratar heridas y reducir

irritaciones e inflamaciones de la piel. Varias especies de Piper han mostrado

tener actividades biológicas y estudios fitoquímicos de raíces de P. regnellii ha

demostrado la acumulación de fenilpropanoides y neolignanos dihidrobenzofuranos.

Algunos compuestos de esta última clase han mostrado actividad anti-PAF,

antifúngica e insecticida. Luize, Ueda-Nakamura, Dias-Filho, Cortez y Nakamura en2006 describieron la actividad anti-T. cruzi en epimastigotes de la cepa Y de los

extractos y neolignanos aislados de hojas de P. regnellii var. Pallescens y de la

toxicidad de estos compuestos sobre células Vero. Los compuestos aislados

fueron: eupomatenoide-3, eupomatenoide-5, eupomatenoide-6 y conocarpan (figura

49); el primero mostró la menor actividad contra los epimastigotes y los tres

últimos a 50 μg/ml inhibieron el 100 % el crecimiento de epimastigotes y los

resultados de toxicidad en células Vero revelaron que la actividad de estos

compuestos es más selectiva contra el parásito que contra células mamíferas.

Figura 49. Estructura química de los compuesto aislados de la fracción hexánica del extracto deP. regnellii var. Pallescens. Tomado de Luize y cols., 2006.

Especies de plantas del género Aconitum delphinium y Consolida son

fuentes conocidas de alcaloides C19-norditerpenos y C20-diterpenos (NDAs y

DAs, respectivamente). NDAs tienen acciones anti-inflamatorias, analgésicas,

106



anti-arrítmicas y antifúngicas, y actúan como potentes agonistas y antagonistas de

receptores colinérgicos nicotínicos en invertebrados. Las acciones biológicas de

DAs son menos conocidas. González y cols. en 2006, utilizando un sistema de

cultivo in vitro de T. cruzi consistente de células Vero infectadas con el parásito

como un método primario de investigación para compuestos con actividad anti-T.

cruzi, analizaron 64 alcaloides (43 NDAs y 21 DAs) aislados de Aconitum,

Delphinium y Consolida spp. Solo 5 alcaloides C20 fueron activos en el sistema

biológico empleado; azitina, isoazitina, 15,22-O-Diacetil-19-oxodihidroatisina, cloruro

atisinium y 13-Oxocardiopetamina. Los dos últimos (cloruro atisinium y 13-

Oxacardiopetamina) fueron los compuestos con mayor actividad tóxica contra

epimastigotes de T. cruzi de la cepa Maracay de los cinco y esta actividad anti-

tripanocida no fue asociada con la toxicidad de células Vero.

Austroplenckia populnea Reiss es un árbol tropical localizado en Brasil. El té

de las hojas de este árbol es utilizado como anti-disentérico y anti-reumático en la

medicina popular. Duarte y cols. en 2002, utilizando un tripanosoma del gen

Schizotrypanum [T. (S) cruzi]; el cual es un tripanosoma no patógeno, analizaron 4

triterpenos pentacíclicos aislados de la corteza y de la raíz de A. populnea. Los

compuestos aislados y ensayados fueron 20α-hidroxi-tingenona, el cual fue

altamente activo; ácido epikatonico, que fue menos activo; ácido populnilico y ácido

populninico; los cuales fueron inactivos. La estructura química de los cuatro

compuestos aislados se muestra en la figura 50.

Figura 50. Estructuras químicas de los triterpenos pentaciclícos aislados de del extractometanólico de A. populnea. Tomado de Duarte y cols., 2002.

Propolis, un producto apícola tiene varias actividades biológicas y

terapéuticas, las cuales se asocian con la presencia de flavonoides y ácidos

107



aromáticos y esteres, aunque en las muestras de Brasil se han descrito otra

clase de compuestos en lugar de flavonoides; ácidos fenolitos prenilados y

terpenoides específicos. Da Silva Cunha y cols. en 2004 analizaron la composición

química de diferentes extractos de propolis brasileños (de Apis mellifera) y sus

actividades contra T. cruzi de la cepa Y. Los compuestos presentes en altas

cantidades en todos los extractos fueron ácido 3,5-diprenil-4-hidroxicinnamico (D);

ácido 2,2-dimetil-8-prenil-2H-1-benzopran-6-propenoico (DPB); ácido 3-prenil-4-

hidroxicinnamico (B); un derivado del ácido cinamico (Cin), ácido p-coumarico (p-

Cum); un derivado kaempferol (Kae) y pinobanksin (Pk). Todos los extractos

tuvieron menor actividad contra T. cruzi en comparación a los compuestos de

referencia utilizados, pero los autores sugieren continuar estudios con un enfoque

como fármacos para profilaxis en los bancos de sangre.

Abe, Yamauchi y cols. en 2002 reportaron los constituyentes del extracto

metanólico de las hojas de rosemary (Rosmarinus officinalis L.) los cuales son

activos como tripanocidas contra epimastigotes de T. cruzi de la cepa H6. Se

aislaron ácido betulínico, ácido oleanolico y ácido ursólico. Las estructuras químicas

de los tres ácidos aislados se muestran en la figura 51. El ácido ursólico fue el

compuesto que tuvo la actividad tripanocida más alta, seguido del ácido oleanolico y

el ácido betulínico fue casi inactivo.

Figura 51. Estructuras químicas de los compuestos con actividad tripanocida aislados del extractometanólico de R. officinalis L. Tomado de Abe, Yamauchi y cols., 2002.

Leite y cols. en 2006, del extracto etanólico de hojas de Arrabidaea

triplinervia H. BAILL (Bignoniaceae) aislaron ácidos triterpénicos: ácidos ursólico,

oleanolico y pomolico; además de flavonona y alpinetina y analizaron los efectos

108



sobre T. cruzi de las cepas Y y CL de los derivados de estos ácidos triterpenicos

naturales y sintéticos. Al igual que lo reportado por Abe y cols., 2002, los ácidos

ursólico y oleanico tuvieron actividad tripanocida, y el primero resultó el compuesto

más activo contra tripomastigotes de las cepas Y y CL y no se observó lisis de

eritrocitos. Los ácidos ursólico y oleanolico son ácidos triterpenicos ubicuos en

plantas, hierbas medicinales y algunos vegetales utilizados en la dieta humana y

se han descrito algunas actividades como anti-inflamatorios, protección hepática,

antitumoral, antimicrobial e hipoglicémico.

Araya y cols. en 2003 evaluaron la actividad anti-T. cruzi de 5 diterpenoides

aislados de Azorella compacta contra amastigotes de las cepas Tulahuen, SPA-14 y

clon CL Brener de la cepa CL en co-cultivo con células Vero y HeLa. Losresultados mostraron que azorellanol y ácido mulin-11,3-dien-20-oico tuvieron

efectos tripanocidas contra epimastigotes, tripomastigotes y amastigotes de T. cruzi

de las tres cepas utilizadas en este estudio, aunque también mostraron

cierto grado de toxicidad sobre células mamíferas, dependiendo del tipo de

línea celular empleada. Las estructuras de los compuestos aislados se muestran

en la figura 52.

Figura 52. Estructura química de los diterpenoides aislados de Azorella compacta: Y-1 (ácidomulinolico), Y-2 (azorellanol, Y-3 (desacetillazorellanol), Y-4 (ácido mulinico) y Y-5 (ácido mulin-11,3-dien-20-oico). Es la primera vez que se identifica los compuestos azorellanol y desacetilazorellanol.Tomado de Araya y cols., 2003.

109



Los aceites esenciales de Origanom vulgare L. (orégano) y Thymus vulgaris

L. (timo) han mostrado que tienen un amplio rango de actividades biológicas. Se

han utilizado para retrasar o inhibir el crecimiento de microorganismos patógenos,

debido a que presentan fuerte actividad antimicrobial, principalmente atribuible a la

presencia de compuestos fenólicos como timol y carvacrol, y a hidrocarbonos como

γ-terpinene y ρ-cimene. En 2007, Santero y cols. investigaron los efectos de aceites

esenciales y constituyentes obtenidos del orégano y timo sobre el crecimiento en la

viabilidad celular y ultraestructura de epimastigotes y tripomastigotes de T. cruzi de

la cepa Y. Los resultados mostraron que los aceites esenciales de orégano, timo

y timol fueron activos contra epimastigotes y tripomastigotes de T. cruzi, siendo más

sensibles los tripomastigotes. Timol (figura 53), el principal componente del timo

puede ser el constituyente responsable de la actividad tripanocida in vitro. Debido ala hidrofobicidad de los componentes y aceites esenciales, estos cruzan la

membrana celular y matan al parásito al afectar las vías metabólicas

citoplasmáticas u organelos y no por comprometer la integridad de la membrana

del parásito.

Figura 53. Estructura química de timol, principal componente de T. vulgaris L. Tomado de Santero ycols., 2007.

Dracocephalum kotschyi es utilizada en la medicina herbal como remedio

para desordenes estomacales, para el dolor de cabeza, congestión hepática.

Recientemente se han aislado algunos diterpenos de D. komarovi con fuerte

actividad tripanocida contra epimastigotes de T. cruzi. Saeidnia y cols. en 2004

reportaron el aislamiento e identificación de dos nuevos glicósidos monoterpenos

(limonen-10-ol 10-O-β-D-glucopiranosido y limonen-10-ol 10-O-β-D-glucopiranosil-

(12)-β-D-glucopiranosido), junto con ocho conocidos terpenoides (figura 54) y

110



además describieron la actividad tripanocida de estos compuestos aislados contra

T. cruzi. Los compuestos 1, 2 ,3 ,5 ,6 y 8 mostraron actividad tripanocida.

Figura 54. Estructura química de los compuestos aislados de hojas de Dracocephalum kotschyi.1: limonen-10-al, 1a: 1 tratado con NaBH4; limonen-10-0l, 2: geranial, 3:peral, 4: β-sitosterol, 5: ácidooleanolico, 6: ácido ursólico, 7: p-menta-8-en-1,2-dilo, 8: ácido colosolico, 9: limonen-10-ol 10-O-β-D-glucopiranosido y 10: limonen-10-ol 10-O-β-D-glucopiranosil-(12)-β-D-glucopiranosido). Tomado de

Saeidnia y cols., 2004

Extractos de hojas secas de Laurus nobilis han mostrado fuerte actividad

tripanocida contra epimastigotes de T. cruzi. Las hojas de L. nobilis son utilizadas

como una especia conocida como laurel u hojas de laurel, también son

utilizadas para el reumatismo. Uchiyama y cols. en 2002 reportaron el aislamiento e

identificación de tres constituyentes tripanocidas de hojas secas de L. nobilis:

lactona dehidrocostus, zaluzanin D y (1R,4S)-1-hidroperoxi-p-ment-2-en-8-ol acetato.

Las estructuras químicas de estos se muestran en la figura 55. Los tres

compuestos aislados mostraron fuerte actividad tripanocida contra epimastigotes

de T. cruzi. Como posible blanco, estos autores proponen al sistema redox

tripanotión.

Figura 55. Estructuras químicas de los compuestos aislados de Laurus nobilis. Tomado deUchiyama y cols., 2002.

111



Parte de la investigación de compuestos con actividad farmacológica se

basa en los compuestos obtenidos de fuentes naturales, los cuales se han

utilizado empíricamente para el tratamiento de diversas enfermedades. La

información recabada en este apartado ofrece una gran cantidad de extractos y

compuestos naturales con actividad tripanocida, y, aunque hace falta establecer

los mecanismos de acción y probar la efectividad en modelos in vivo, resultan

un grupo prometedor para el diseño de fármacos con actividad tripanocida.

112



V. DISCUSIÓN

En la actualidad la enfermedad de Chagas esta considerada entre los

padecimientos infeccioso-parasitarios con mayor tasa de morbi-mortalidad en el

mundo, la prevalencia se estima entre 16 a 18 millones de casos y

aproximadamente 100 millones de personas (el 25% de la población de América

Latina) está en riesgo de de adquirirla. De acuerdo con la clasificación de países

endémicos realizados por la WHO, México se incluye en el grupo 2; el cual se

refiere a países que no tienen programas formales de control a pesar de la

presencia de transmisión de TA, esto debido a que no se le considera como un

problema público de salud y a que los estudios epidemiológicos realizados

aparentemente son incompletos y contradictorios; se acepta una seroprevalencia

del 1.6% a nivel nacional, aunque en el estudio de Cruz-Reyes y Pickering-López

realizado en 2006 se estima una prevalencia de 5.88% de casos reportados en

el periodo comprendido de 1928 a 2004 resaltando que estos datos son

incompletos debido a los casos no diagnosticados y no reportados

Colima, localizado en la parte media de la costa Sur del Océano Pacífico y ensu mayor parte la latitud es menor a los 600 msnm, se encuentra dentro de las

zonas de riesgo para la transmisión vectorial de la enfermedad de Chagas,

además de que tiene áreas rurales que proporcionan condiciones naturales

adecuadas para la transmisión vectorial de la enfermedad. Resultados de un

estudio seroepidemiológico probabilístico muestran una seroprevalencia del 2.4%

(Coll-Cárdenas y cols., 2004), más del doble del porcentaje reportado por Cruz-

Reyes y Pickering-López, 2006 y mayor a la seroprevalencia aceptada a nivel

nacional actualmente.

Los síntomas y severidad de la enfermedad de Chagas varían según la

zona geográfica, lo que se asocia con la virulencia de las cepas existentes en

cada región. A pesar de que se han propuesto varias teorías para explicar la

113



patogénesis de la enfermedad de Chagas, actualmente se acepta que esta está

relacionada a la persistencia del parásito en el huésped además de una respuesta

inmune desbalanceada; con esto se sugiere que la enfermedad debe ser tratada

como enfermedad parasitaria y no como inmunitaria.

De los fármacos actuales y disponibles para el tratamiento se prefiere al

Benznidazol; este y Nifurtimox tienen similar eficacia en la supresión de la

parasitemia y cura en la fase aguda, pero los efectos adversos son menos

severos durante la administración de Benznidazol; por esta razón en algunos

países sudamericanos se ha discontinuado la venta y tratamiento de Nifurtimox.

Las investigaciones en los últimos años se han enfocado al descubrimiento de

fármacos más efectivos y con menor rango de toxicidad para el humano. A pesarde la limitante de carecer del interés total de las grandes firmas farmacéuticas

internacionales debido a que lo consideran poco redituable, los centros de

investigación científica nacionales de varios países han aportado información

importante sobre la fisiología del parásito que permite establecer diferencias entre

las enzimas y compuestos participantes en los metabolismos de T. cruzi y de los

humanos, lo que también se ha aprovechado para el descubrimiento de posibles

blancos factibles para un mejor tratamiento quimioterapéutico, además de que se

han realizado estudios con fármacos y compuestos que resultan tener actividad

anti-T. cruzi e incluso acción selectiva para un blanco específico del parásito.

En el presente trabajo, se revisaron las enzimas que participan en el

metabolismo del tripanotión, de glucosa, de aminoácidos y del ergosterol, además

de las enzimas cruzipaín, HGPRT y DHFR con funciones definidas y específicas en

el ciclo de vida del parásito que actualmente resultan los blancos terapéuticos más

y mejor estudiados, los cuales ofrecen mayor información y estudios

experimentales para la búsqueda y diseño de fármacos antichagásicos.

Del metabolismo tripanotión, la enzima tripanotión reductasa ha sido

considerada como un blanco factible debido a las múltiples funciones en las que

114



participa el tripanotión en T. cruzi. Entre los fármacos y compuestos estudiados y

reportados como inhibidores de TR, en este estudio se analizaron los sustratos

subversivos; nitrofuranos y naftoquinonas y derivados sintéticos de ambos, los

cuales mostraron que la actividad anti-T. cruzi está relacionada con la capacidad

de inhibir TR purificada y en experimentos in vitro. Algunos neuroepilépticos

tricíclicos, lignanos, arilfuranos y alcaloides bisbenzilisoquinolinas (BBIQ) han sido

identificados como inhibidores potentes de TR, y con los últimos se han

realizado estudios in vitro e in vivo. Finalmente, para el metabolismo tripanotión

también se revisó que BSO, actuando sobre otro blanco del mismo metabolismo

potencia los efectos de Nif y Benz in vitro. Una de las desventajas encontradas

sobre este blanco es la falta de estudios reportados en modelos in vivo y

probablemente sería factible aprovechar el conocimiento del metabolismo tripanotiónen el parásito para enfocarse en otras enzimas de dicho metabolismo.

Aunque el metabolismo de la glucosa esta mejor estudiado en T. brucei

que el T. cruzi, se han desarrollado inhibidores de GAPDH purificada como

análogos de adenosina, flavonoides y cumarinas de distintas fuentes naturales e

incluso se ha mostrado la efectividad de análogos de adenosina in vitro en el

parásito; es importante resaltar también que existen limitadas diferencias entre

las estructuras de GAPDH, por lo que esto requiere de fármacos que sean

altamente específicos para GAPDH de T. cruzi

El metabolismo de aminoácidos ha sido blanco de investigación en los

tripanosomátides y se han encontrado diferencias importantes en relación al de los

mamíferos, una de estas es la enzima AK para la cual se han encontrado

algunos inhibidores específicos con efectos tripanocidas in vitro. De los compuestos

ensayados para este blanco resaltan las catequinas, empleadas en estudiosrealizados por Paveto y cols., 2004 quienes sugieren su utilización como fármacos

profilácticos en los bancos de sangre, y siguiendo esta línea, se demostró que el

mecanismo de acción del cristal violeta es la inhibición de la captura de metionina

y prolina y la síntesis de proteínas, por lo que esta información se podría

115



fármacos a pesar de que existen reportes que describen la resistencia a CPI;

este blanco ofrece la ventaja de proporcionar el único fármaco en fase I/II; el N-

metil-piperazina-urea-F-hF-vinil-sulfona-fenil (Mu-F-hF-VSΦ), también conocido como

APC-3316 o K-777.

La enzima HGPRT de T. cruzi, involucrada en la síntesis de ribonucleótidos,

es inhibida por alopurinol y otros análogos de purina in vitro y el alopurinol ha

mostrado actividad in vivo, pero con diferencias en la susceptibilidad entre las

cepas de T. cruzi. Este es uno de los pocos fármacos que se han probado en

estudios clínicos en humanos, con resultados conflictivos en cuanto a la eficacia

terapéutica de este. Respecto a este blanco, se podría reevaluar la eficacia del

fármaco entre las cepas de T. cruzi in vitro e in vivo y dependiendo de losresultados enfocase en tratamientos anti-T. cruzi cepa específicos con alopurinol o

enfocarse en el mecanismo de resistencia a alopurinol y basarse en la estructura

de este para diseñar compuestos con mayor actividad anti-T. cruzi.

DHFR, enzima crucial en la síntesis de nucleótidos de DNA en

tripanosomátides, es blanco para en tratamiento de diversas enfermedades

parasitarias y de cáncer y a pesar de que se han reportado algunos inhibidores

de DHFR de T. cruzi con efectos tripanocida in vitro, este blanco presenta la

desventaja de que también las células mamíferas podrían ser susceptibles a los

efectos de la inhibición de DHFR, por lo que para superar dicha desventaja se

podrían diseñar inhibidores de DHFR de T. cruzi con alta selectividad.

Otra de las herramientas que se han utilizado para la búsqueda de

fármacos antichágasicos es indagar entre los fármacos con alguna actividad

terapéutica ya establecida que podrían resultar con actividad anti-T. cruzi, así que

también se investigaron diversos grupos de fármacos que han mostrado dicha

actividad in vitro como dialquilaminas, derivados de indazol, derivados de

nitroimidazoles (etanidazol), derivados de tiadiazina y además in vivo como

Alquilisofosfolípidos, derivados de tiadiazina, diaminas aromáticas (furamidina y su

117



análogo DB569) y dinitroanilinas (trifuralin). Referente a alquilisofosfolípidos

también se reportan efectos sinérgicos en combinación con ketoconazol. De manera

general, la efectividad in vivo de estos compuestos resultó menor a la de

Benznidazol, pero se debe considerar que la toxicidad para el organismo huésped

también resultó menor, por lo que estos fármacos podrían ser una mejor alternativa

que los tratamientos actuales y servir de base para el diseño de fármacos con

mayor efectividad; esto después de dilucidar los mecanismos de acción por los

cuales ejercen su actividad tripanocida.

En los últimos años se ha retomado el interés por obtener fármacos de

fuentes naturales, validando efectos empíricos o descubriendo efectos importantes.

En cuanto a la enfermedad que nos interesa, existen muchos reportes de laactividad tripanocida de compuestos extraídos de productos naturales, pero los

límites de esta revisión fueron los reportes científicos completos a los que se tuvo

acceso. El grupo de Abe fue el que proporcionó más reportes de compuestos

aislados a partir de extractos naturales, los cuales fueron neolignanos, xantonas,

garciniaxantonas, guttiferonas, withanolides, derivados 1,2,4-trihidroxiheptadec-16-

eno, derivados 1,2,4-trihidroxiheptadec-16-ino, derivados 1,2,4-trihidroxinonadecano,

ácidos triterpénicos (ácido ursolico, ácido oleanolico y el ácido betulinico). Otros

compuestos aislados con actividad tripanocida son ajoene, neolignanos

dihidrobenzofuranos, alcaloides C20-diterpenos, triterpenos pentacíclicos, ácidos

triterpénicos (ursolico, oleanolico y pomolico), diterpenoides, timol, lactona

dehidrocostus, zaluzanin D, (1R,4S)-1-hidroperoxi-p-ment-2-en-8-ol acetato y el

veneno de Bothrops jararaca. De forma general, los compuestos anteriores

fueron analizados en modelos in vitro, en algunos casos la investigación se

extendió en la búsqueda del blanco en el parásito y falta determinar el mecanismo de

acción en la mayoría de estos compuestos, así mismo, estudios en modelos in

vivo que avalen los resultados satisfactorios presentados.

118



VI. CONCLUSIONES Y PERSPECTIVAS

6.1 CONCLUSIONES

Debido a que el estado de Colima se encuentra dentro de las zonas de

riesgo para la transmisión vectorial de la enfermedad de Chagas es necesario

efectuar estudios epidemiológicos que muestren resultados reales y confiables de la

prevalencia de dicha enfermedad en la población, considerando como zonas de

mayor riesgo las poblaciones rurales.

Tomando en cuenta la severidad de la enfermedad, es importante que se

difunda entre la población en riesgo, los cuidados y medidas de prevención útiles

para controlar la colonización de triatominos y los síntomas inmediatos que se

presentan al adquirir la enfermedad.

Los avances logrados en los últimos años en el conocimiento de la

bioquímica y biología celular de T. cruzi y organismos relacionados han permitido

descubrir y validar blancos quimioterapéuticos, entre los mejor conocidos yestudiados están los metabolismo del tripanotión, de glucosa, de aminoácidos y de

ergosterol y enzimas como cruzipaín, HGPRT y DHFR.

Una de las principales desventajas para el desarrollo de nuevos fármacos

antichagásicos es el escaso financiamiento de la industria farmacéutica debido a la

baja remuneración que el tratamiento de enfermedades tropicales como esta le

proporcionan; a pesar de esto, centros de investigación científica de distintos

países han aportado información y resultados optimistas de fármacos y compuestos

con actividad anti-T. cruzi in vitro e in vivo.

De los fármacos revisados en este trabajo, los candidatos potenciales de

ser utilizados para el tratamiento de la enfermedad de Chagas en los próximos

119



años son el inhibidor de cruzipaín; K-777 (conocido también como APC-3316 o

CRA-3316), el cual es el único fármaco reportado en desarrollo en la fase I/II desde

2002, y los inhibidores del metabolismo del ergosterol, específicamente los

derivados triazoles (posoconazol, TAK-187, albaconazol y ravuconazol), los cuales

están siendo desarrollados como potentes antifúngicos y antimicóticos (algunos se

encuentran en estudios clínicos de fase III) y con base a los resultados

reportados y revisados en este trabajo, resultan candidatos obvios para estudios

clínicos en pacientes con enfermedad de Chagas, debido a que existen estudios

que aseguran la seguridad de uso en humanos y se reducirían costos de

investigación y producción.

Otro blanco estudiado que proporciona resultados alentadores es elmetabolismo tripanotión; se ha demostrado que la inhibición de TR está

relacionada con la capacidad tripanocida de varios fármacos, y de este blanco

sobresalen los resultados prometedores de ensayos tanto in vitro como in vivo de

alcaloides BBIQ. La enzima HGPRT fue inhibida por el alopurinol in vitro e in vivo, y

aunque ha presentado resultados discrepantes en cuanto a la eficacia de producir

la cura parasitológica en humanos, no se debe descartar la actividad tripanocida

de este fármaco. Para los compuestos ensayados en los blancos restantes, faltan

estudios en modelos animales que permitan valorar correctamente la actividad

tripanocida que han demostrado in vitro.

Alquilisofosfolípidos (ilmofosina y miltefosina), diamidinas aromáticas,

dinitroanilinas (Trifuralin) tienen actividad anti-T. cruzi in vitro e in vivo y se ha

recopilado fuerte evidencia de la actividad tripanocida in vitro de compuestos

derivados de fuentes naturales; a pesar de que no se conoce con certeza el

blanco sobre el cual actúan, representan otra opción probable de tratamiento que

debe continuar en investigación.

120



6.2 PERSPECTIVAS

De acuerdo con el análisis realizado para la presente investigación sepuede decir que los países latinoamericanos afectados con la enfermedad de

Chagas están a la expectativa de los resultados de los estudios clínicos que

se obtengan con el fármaco K-777, ya que en los próximos años podría

representar una alternativa efectiva de tratamiento.

Otra opción en un plazo mayor podría ser los fármacos inhibidores del

metabolismo del ergosterol que actualmente están en desarrollo como antifúngicos

y antimicóticos.

Aprovechando la información actual sobre la fisiología del parásito

causativo de la enfermedad de Chagas, y los blancos específicos que ofrece su

metabolismo, se podría enfocar en la realización de estudios farmacológicos in

vivo con los compuestos que han mostrado alta efectividad in vitro, en el diseño

de compuestos que inhiban de una manera selectiva y potente las enzimas

primordiales de T. cruzi, y el estudio de los mecanismos de acción de loscompuestos que han sido reportados como inhibidores del crecimiento de dicho

parásito.

Se considera también que es importante continuar con la investigación de la

fisiología del parásito, ya que esto permitirá el descubrimiento de otros blancos

potenciales de tratamiento.

121



VII. ANEXOS

Anexo I: MODELOS DE ESTUDIO

Al momento de analizar los resultados, resulta importante considerar el

procedimiento desarrollado por los investigadores en cada estudio reportado. En

este anexo se muestran los métodos utilizados por la mayoría de los estudios

experimentales mencionados en los apartados anteriores. A partir de la información

proporcionada del desarrollo experimental en los artículos revisados, se describe

brevemente los ensayos realizados, enfatizando en el estadío y cepa de T. cruzi

empleado, en la línea celular y animal huésped, métodos de observación de

resultados e investigadores o grupo de investigadores que emplean ese ensayo en

sus investigaciones.

MODELOS INVITRO

[Parásitos] y cepa Células huésped Método de observación Investigadores

1X105 tripomastigotesde la cepa Y /0.4 mL

células HSVSM

Las infecciones seobservaron durante 4-7días por microscopia deluz.

Henderson y cols.,1988

1x107 epimastigotesde la cepa EP, Y yMF / mL

Se cultivaron losparásitos enpresencia delfármaco.

La densidad celular sedetermino con un contadorde partículas y por conteodirecto utilizando elhematocitómetro.

10-20tripomastigotes/célula

Células Vero.Después de lainfección se agregóel fármaco.

Se cuantificó el número decélulas infectadas y elnúmero de parásitos porcélula utilizandomicroscopia de luz.

Urbina y cols.(1988, 1991, 2000,2002, 2003 y 2004)Lazardi y cols.,1990; Lira y cols.,2001; Faundez ycols., 2005

1-2x104 tripomastigotes de lacepa Tulahuen

5x103 célulasHeLa/mL/pozoLos compuestos aensayar seadicionaron despuésde la infección

Las células se fijaron y

tiñeron con Diff-Quickdespués se agregósolución HSR para suobservación bajo elmicroscopio. Se cuantificóel porcentaje de célulasinfectadas y el número deamastigotes por célula

Nakajima-Shimaday cols., 1996

122




1x105 tripomastigotesde la cepa Y en100μL

En presencia oausencia de losfármacos en estudio

Viabilidad del parásito porobservación al microscopio

5:1 (tripomastigotes:macrófagos)

Macrófagos murinosCD1 peritoneales. Seadministraron losfármacos 24 horasdespués de lainfección

Tinción de Giemsa yobservación al microscopiopara determinar porcentajede células infectadas.

Croft y cols., 1996;Yardley y Croft,1999

1x106 epimastigotesde la cepa Y/mL (ocepas CL y Brener.

ncubación con o sinlos compuestos enestudio diluidos enDMSO a 26ºC

Conteo de parásitos en elhematocitómetro

Engel y cols. (1998y 2000) Aran ycols., 2005 ; Gerpey cols., 2006.

2x106 epimastigotesde la cepa Y/mL

Se adicionaron a lasconcentraciones delos compuestosestudiados disueltospreviamente enetanol.


5x107 tripomastigotesdurante 2 (o 24)horas

1.2x107 células demioblastosL6E9/frasco enDMEM.Después de 24horas se agregó elfármaco

Tinción de Giemsa ymicroscopia paradeterminar porcentaje demioblastos infectados ynúmero de parásitospresentes en 100mioblastos.

Szajnman y cols.2000; Elhalem ycols., 2002;Rodriguez y cols.,2000

1x104 tripomastigotesde las cepasTulahuen, Peru,Sonya y VL2067.Transfectadas con elgen E. coli LacZ /pozo

1x103 fibroblastos3T3/pozo despuésde 4 horas, losfármacos en estudiose adicionaron acada pozo.Las cajas seincubaron a 37ºC enuna atmósfera de5% de CO2 por 7días y posteriormentese adiciono CPRG yNonidet P-40 a lascajas y se incubarona 37ºC durante 4horas

Método colorímetrico :Los pozos con actividad β-galactosidasa cambio elmedio de amarillo a rojo yesto se cuantificó por elmétodo ELISA

Buckner y cols.,2001 y 2003;Lorente y cols.,2004

Tripanosomas deSchizotrypanum [ T.(S) cruzi] 4.8x102 células/mL

Incubación enpresencia de loscompuestos enestudio a 28ºCdurante 2-12 días

El crecimiento se estimóen el hematocitómetro y lamotilidad e integridadcelular se observó enfresco bajo el microscopio.

Duarte y cols.,2002.

123




5x105 tripomastigotesde la cepa Y

Macrófagos J774 enuna densidad de5x104 células/pozoLos compuestos se

agregaron despuésde la infección.

Tinción Giemsa y se estimóel número deamastigotes/100.También se realizaron

ensayos de toxicidad amacrófagos.

Muelas y cols.,2002

1x107 Epimastigotesy tripomastigotes / mLde la cepa Y.

Incubación enpresencia de loscompuestos enestudio

Conteo de parásitos. da Silva Cunha ycols. 2004

5x104

Tripomastigotes dela cepa Tulahuenobtenidos de ratones

de la cepa BALB/c

Incubación enpresencia de loscompuestos en

estudio

Microscopia

6x105 tripomastigotesdel a cepa Tulahuen

Células Vero, seinfectaron las células(2x105) y se agregomedio fresco con osin compuestos y lascélulas se incubarondurante 72 horas

Se cuantificó el número decélulas infectadas y elnúmero de parásitos porcélula utilizandomicroscopia de luz.

Paveto y cols.,2004

1x106 tripomastigotes

de la cepa RA/mL.

Parásitos en medioRPMI 1640-10% a37ºC en presencia o

ausencia defármacos.

Conteo de parásitos en el

hematocitómetro.

Amastigotes de lacepa RA en unarelación de 10:1(parásito:célula)

Células Vero omacrófagos murinos.Después de lainfección seadicionaron losfármacos

Tinción Giemsa.El número deamastigotes/100 células secalculó utilizandomicroscopia de luz.

Petray y cols.,2004

1.5x106 Epimastigotes de la

cepa Y/mL en medioLIT

Se agregó al medioel extracto en estudio

Conteo diario enhematocitómetro

Deolindo y cols.,2005

1x106

Tripomastigotes yamastigotes de lacepa Sylvio X-10/4/100μL

Incubación enpresencia delfármaco en estudio.

Se realizaron conteos decélulas utilizando elhematocitómetro.

Senkovich y cols.,2005

124




1x107 Epimastigotesde la cepa Y/mL

Incubación enpresencia de loscompuestos en

estudio.

1x107

Tripomastigotessanguíneos en medioDMEM más 10% desuero fetal bovino

Incubación enpresencia de loscompuestos enestudio.

Conteos diarios enhematocitómetro

Amastigotes enrelación 10:1

Infección de célulasVero por 2 horasseguido por el

tratamiento con losfármacos por 96horas

Conteo de célulasinfectadas y el número deparásitos por célula

utilizando microscopia deluz.

Santa Rita y cols.,2005

2x105 tripomastigotesde las cepas Y yCL/0.1 mL conTCM199

se agregaron lasdistintasconcentraciones delos extractos y seincubaron durante24 horas a 4ºC

Examinación al microscopio Leite y cols., 2006

1x106 epimastigotesde la cepa Y/pozo

Incubación enpresencia de losextractos.


Luize y cols., 2006

2x106 epimastigotesde la cepaMaracay/mL

Incubación enpresencia de loscompuestos enestudio.


Infección de célulasVero. Loscompuestos seagregaron despuésde la infección

Tinción de Giemsa, serealizó conteo deamastigotes/célula Vero yel porcentaje de célulasinfectadas utilizandomicroscopia de luz

Amastigotes de la

cepa Maracay enrelación de de 10:1

1x105 célulasVero/mL con loscompuestos enestudio

Tinción azul tripano paraviabilidad celular

González y cols.,2006.

125




5x106 Epimastigotesde la cepa Y/mL enmedio LITsuplementado con10% de suero fetal

bovino

Cultivos en ausenciao presencia de loscompuestospreviamente

disueltos en DMSO

Conteo de células en elhematocitómetro.

5x106

Tripomastigotes de lacepa Y/mL en medioRPMI-1640suplementado con10% de suero fetalbovino

Incubación durante24 horas enausencia opresencia de loscompuestospreviamentedisueltos en DMSO.

Conteo de células en elhematocitómetro

Ensayos decitotoxicidad

1x106 macrófagosperitoneales de

ratones de la cepaSwiss/pozo enmedio RPMI-1640con las diferentesconcentraciones delos compuestos

Tinción de Giemsa paraobservar al microscopio laviabilidad celular.

Santoro y cols.,2007.

2x106Epimastigotesde la cepa H6/mLen medio

Los extractos enestudio sedisolvieron en DMSOy se agregaron acajas de 96 pozos

LIT La movilidad de losparásitos se observóutilizando microscopio deluz invertida

Abe y cols.

126



MODELOS INVIVO

Modelo agudo[Parásitos] y cepa Cepa de ratón Método de observación Investigadores


Ratones hembras dela cepa albino NMRIde 6 a 8 semanas deedad inoculadosintraperitonealmente.El tratamiento inicio24 horas después yse administródirectamente alestómago

La parasitemia fuedeterminada utilizando elhematocitómetro,hemocultivos con sangreobtenida por puncióncardiaca.El monitoreo de losanimales se realizódurante 40 días despuésde la infección

Maldonado y cols.,1993 y Urbina ycols., 1998 y 2004

2.5x104 tripomastigotes delas cepas Y yTulahuen.

Ratones hembras dela cepa BALB/c de 8semanas fueroninoculadas por

inyecciónsubcutánea. Eltratamiento inició 5días posteriores a lainfección; cuando laparasitemia eradetectable porexaminación de lasangre de losratones

La parasitemia fuedeterminada utilizando elhematocitómetro y elmonitoreo fue realizadodiariamente durante 60días postinfección.

Croft y cols., 1996y Yardley y Croft,1999.


Ratones hembras dela cepa C3H de 3

semanas de edad seinocularonintraperitonealmente.El tratamiento inicio24 horas después dela infecciónadministrando losfármacos en estudiopor vía i.p.

La parasitemia sedeterminó utilizando elhematocitómetro y porhemocultivos

Engel y cols., 1998

1x105 tripomastigotesde la cepa

H510C8C3.

Ratones hembrasde la cepa CF1.El tratamiento oralinicio 24 horas

después de lainoculación y tuvouna duración de 30días

La parasitemia fuedeterminada utilizando el

hematocitómetro

Zaidnberg y cols.,

1999

5x103 tripomastigotesde la cepa CL.

Ratones machos yhembras de la cepaBALB/c de 6-8semanas de edadinoculadosintraperitonealmente.

La parasitemia sedeterminó utilizando elhematocitómetro,inmunoblotting y ELISA.

Fournet y cols.,2000

127




2x103 tripomastogotes de lacepa Y o Berenice-78/Kg

Perros mongrel(hembras y machos)de 3 meses deedad.El tratamiento por

vía oral inició 12-22días después de lainoculación, cuandose detectó laparasitemia.

Para evaluar la curaparasitológica se utilizaron5 pruebas: examinación de

sangre, hemocultivo,ensayo de PCR, pruebaELISA y ensayoproliferativo

Guedes y cols.,2004

1x103 tripomastigotesde la cepa Tulahuen.

Ratones machos dela cepa Swiss de 6-8semanas de edad.El tratamiento inició13 días después dela inoculación, ya quela parasitemia era

detectable.

La parasitemia sedeterminó por observacióndirecta al microscopio y porhemocultivo. También serealizó la prueba ELISApara la evaluación deanticuerpos anti-T. cruzi

Corrales y cols.,2005

5x104 tripomastigotesde la cepa Brazil

Ratones machos dela cepa CD-1 de 8-9semanas de edad.

1x103 tripomastigotesde la cepa Tulahuen.

Ratones machos dela cepa C57 negro\6.

El tratamiento inició eldía de la infeccióndurante 40 días

Se determinó parasitemia ymortalidad.

Bouzahzah y cols.,2005

1x104 tripomastigotes

de la cepa CL.Ratones machos dela cepa Swiss

La parasitemia sedeterminó por observacióndirecta al microscopio.También se realizaronestudios toxicológicos.

de Souza y cols.,2006

129



MODELOS INVIVOModelo crónico[Parásitos] y cepa Cepa de ratón Método de observación Investigadores

1x105 tripomastigotesde la cepa Bertolodo

Ratones hembras dela cepa albino NMRI

de 6 a 8 semanasde edad.El tratamiento inicioen los animalessobrevivientes 45 a60 días después(cuando no seobservaban parásitoscirculantes).

La parasitemia sedetermino utilizando elhematocitómetro y tambiénse realizaron hemocultivos.También se realizóxenodiagnosis,hemoinoculaciones y unmétodo serológico.

Urbina y cols.,1998

30 tripomastigotes delas cepas CL, Y,Colombiana, SC-28 y

VL-10.

Ratones hembrasde la cepa Swissalbino.Después de 120

días se inició eltratamiento con losanimalessobrevivientes.

La parasitemia fuedeterminada con elhematocitómetro, tambiénse realizaron

hemocultivos, xenodianosisy análisis de anticuerposcontra T. cruzi

Molina y cols.,

2000.

1x103 tripomastigotesde la cepa CL.

Ratones machos yhembras de la cepaBALB/c de 6-8semanas de edad.El tratamiento inició60 días post-infección.

La parasitemia fuedeterminada semanalmenteutilizando elhematocitómetro, tambiénse realizó inmunoblotting yELISA.

Fournet y cols.,2000.

1x104 tripomastigotesde 20 cepas.

Ratones machos yhembras de la cepaBALB/c de 4-5semanas de edad.El tratamiento inició90 días después dela inoculación.

La parasitemia fuedeterminada utilizando elhematocitómetro,hemocultivo, prueba ELISAy determinando anticuerposanti-T. cruzi

Toledo y cols.,2003

1x105 tripomastigotesde la cepa H510C8C3

Ratones hembrasde la cepa CF1fueron tratadas en lafase aguda condosis supresivas deBenz.90 días después dela infección, en unafase intermediaria de

la enfermedadcrónica se inició eltratamiento.

La parasitemia sedeterminó por evaluacióndirecta en microscopio desangre periférica, mediantePCR y pruebasserológicas.

Zaidnberg y cols.,2006.

130



Anexo II

La siguiente tabla recopila los ensayos realizados y los resultados obtenidos

para los compuestos y fármacos que se mencionan en el apartado de resultados.

Compuestos Blanco Ensayos realizados Resultados

Nitrofuranos ynaftoquinonas

(Henderson y cols.,1988)

TR

Análisis enzimáticos ycinéticos de TR purificada deC. fasciculata (observando laoxidación dependiente desustrato de NADPH).

Ensayos tripanocidascontra tripomastigotes decadena Y en co-cultivo concélulas de HSVSM

Efectivos sustratossubversivos de TR; suactividad biológica fuerelacionada con sucapacidad de actuarcomo sustratos de TR ymostraron menorefectividad en relación aTripanotión disulfuro comosustratos de TR.

Nitrofuranos(Blumenstiel y cols.,

1999)TR, LipDH, GR No se menciona

Sustrato subversivossolo de TR (en T. cruzi yT. brucei)

8-Metoxi-nafto[2,3-b]tiofen-4,9-quinona

(TNQ2) (Zani yFairlamb, 2003)

TR Análisis enzimáticos in vitro

de TR de T. cruzi y de hGR

Inhibición nocompetitiva de TR de T.cruzi, con alta selectividadpara TR

BBIQ: curina,cicleanina,

isotetrandrina, limacinay feantina

Ratones BALB/c infectados

con T. cruzi de cadena CL(fase aguda)

Cura parasitológica ycorrelación entre la

inhibición de TR y laconcentración letal de loscompuestos.

Ceferantina y dafnolina(Fournet y cols., 2000)

TR

Ratones BALB/c infectadoscon T. cruzi de cadena CL(fase aguda y crónica)

Cura parasitológica yserológica similar a benzcon menor rango demortalidad en la fasecrónica. Inhibidor de TR

Lignanostetrahidrofuranos:

veraguensin ygrandisin, eintermediarios

arilfuranos(de Oliveira y cols.,

2006)

TR

Análisis enzimáticos in vitrocon TR recombinante de T.cruzi.

Análisis in vitro detripomastigotes de cadena Yen sangre de ratones Swissalbino, de amastigotes decadena Tulahuen enmonocapa de fiboblastosL929 de ratón

El compuesto 12 tuvo

mayor efectividad parainhibir TR. Loscompuestos 7 y 14 fueronactivos contraamastigotes.

131




BSO, Nif y Benz(Maya y cols., 2004) TR

Estudios in vitro deepimastigotes de cadenasTulahuén, LQ y MF y clonesCL-Brener y Dm28c (análisisde tioles y de MT)

La susceptibilidad de T.cruzi a nif y benz estárelacionado con losniveles de glutatión.

BSO en los cultivosdisminuye laconcentración intracelularde glutatión y tripanotión yno tiene efectos sobre laconcentración de MT.

BSO, Nif y Benz(Faundez y cols.,

2005)TR

Estudios in vitro detripomastigotes, amstigotes yepimastigotes de cadena MF.(Contenido tiol y efecto en elcrecimiento)

BSO incrementa latoxicidad de nif y benz.(tripomastigote yamastigote más sensiblesque epimastigotes).

Análogos de Adenosina (Aronov y

cols., 1999)GAPDH

Tripomastigotes yamastigotes de cadenaTulahuen in vitro.

Inhibición selectiva deGAPDH.

3',4',5',5,7-pentametoxIflavona

(Rodrigues y deCastro, 2002)

GAPDH No se mencionaInhibición de GAPDH deT. cruzi.

Análogos deadenosina (Bressi y

cols., 2001)GAPDH No se menciona

Inhibidores potentes deGAPDH de L. mexicana,T. cruzi y T. brucei.

Derivados de 3-piperonilcoumarinas(de Marchi y cols.,

2004)

GAPDH No se mencionaInhibición de GADPH deT. cruzi in vitro.

Análogos de arginina(Pereira y cols., 2003)

Arginina cinasaEpimastigotes de cadenaBrener

Arginina cinasa esaltamente específica.

Análogos soninhibidores competitivos.

Análogos de arginina(Silber y cols., 2005)

Arginina cinasaEpimastigotes de cadenaBrener

In vivo inhibieron elcrecimiento celular.

Catequinas(Paveto y cols., 2004)

Arginina cinasaEfectos in vitro en sangre deratones BALB/C infectadoscon tripomastigotes decadena Tulahuen

Efectos tripanocidaspara tripomastigote yamastigote.

Cristal violeta(Pereira y cols., 2003)

Transportadoresde aminoácidos

No se mencionaInhibición de metionina yprolina.

132




ICI 195,739(Urbina y cols., 1991)

Esterol C14α-demetilasa

Epimastigotes y amastigotesde T. cruzi de cadena EP

Más potente queketoconazol y terbinafina.No sinergismo conterbinafina.

Además otro blanco noidentificado.

Ketoconazol, ICI195,739, terbinafina(Maldonado y cols.,

1993)

No identificado

Ratones albinos NMRIinfectados con 105

tripomastigotes de T. cruzi decadena Y

ICI 195,739 tuvo mayoractividad.Ketoconazol + terbinafinaprodujo curaparasitológica (50-75%)

D0870(Urbina y cols., 1996)


Modelos de ratón en laforma aguda (infectados conT. cruzi de cadena Y) y

crónica (infectados con lacadena Bertoldo)

Indujo cura parasitológicaen un rango del 70 al 90%de animales en ambosmodelos.

D0870(Molina y cols., 2000)


Modelos agudos y crónicosen ratones Swiss albinos ycadenas susceptibles (CL, J,Buriti, Gilmar), parcialmenteresistente a fármacos (Y) yaltamente resistente afármacos (SC-28, Yu Yu,Colombiana y VL-10)

Indujo niveles del 70 al100% de curaparasitológica en siete delas 9 cadenas utilizadas,incluyendo 2 altamenteresistente a fármacos.

SCH 56592(Urbina y cols., 1998)

No identificado Actividad anti-T. cruzi in vitroe in vivo sobre epimastigotesde cadena Y y EP

Mayor actividad queD0870 in vitro.In vivo se obtuvo curasparasitologicas del 90-100% en la forma aguday del 60-75% en la formacrónica.

SCH 56592(Molina y cols., 2000)

Esterol C14α-demetilasa.

Ratones Swiss albinosinoculados con 104 tripomastigotes de lasdiferentes cadenas (CL, Y,Colombiana, SC-28 y VL-10),

en modelo agudo y crónico.

Los mecanismos deresistencia a benz, nif yazoles, no son efectivoscontra los triazoles de

reciente desarrollo.

UR-9825(Urbina y cols., 2000)


Actividad anti-T. cruzi in vitroen epimastigotes yamastigotes de cadena Y yEP

Actividad in vitro escomparable a la deD0870 y SCH 56592

133




UR-9825(Guedes y cols., 2004)


Actividad in vivo en perrosmongrel infectados contripomastigotes de cadenasBerenice-78 y Y,

No efectos secundarios.Es efectivo para

suprimir la proliferacióndel parásito y evitar la

muerte de los animalesinfectados aunque seobservó cierta resistenciaen la cadena Berenice-78.

FTI-2220 y derivados(Buckner y cols., 2003)


Epimastigotes, amastigotes ytripomastigotes de cadenaTulahuen

Potente actividad anti-T.cruzi y baja toxicidad paralas células huésped.

Inhibidores de OSC(Buckner y cols., 2001) OSC

Amastigotes y tripomastigotesde las cadenas Tulahuen,Perú, Sonya y VL2067 encocultivos con fibroblastosmurinos 3T3.

Efectividad:Benz < Inh OSC <Ketoconazol

Formulacioneslipídicas de

Amfotericina B(Yardley y Croft, 1999)

No identificado

Tripomastigotes y amstigotesde cadena Y y Tulahuen invitro e in vivo en ratonesBALB/c

Efectividad y toxicidadmenor a la de Benz.

BPQ-OH(Urbina y cols., 2002) SQS Epimastigotes y amastigotes Inhibición selectiva

Compuestosrelacionados con la

parte ariloxietiltiocianato defenoxicarb

(Szajman y cols.,2000)

No identificado Epimastigotes de cadena YInhibición de lareplicación de T. cruzi.

Compuestosrelacionados con la

parte ariloxietiltiocianato defenoxicarb

(Elhalem y cols., 2002)

No identificado Epimastigotes de cadena Y Inhibición de lareplicación de T. cruzi.

WC-9(Urbina y cols., 2003)

SQS Epimastigotes de cadena EPInhibición de lareplicación de T. cruzi.

134



Compuestos Blanco Ensayos realizados Resultadosderivados que

contienen sulfurorelacionados a

fenoxicarb(Rodríguez y cols.,

2000)

No identificadoEpimastigotes de cadena Yin vitro

Inhibidores potentes dela proliferación enmioblastos L6E9 infectados

E5700, ER-119884(Urbina y cols., 2004)

SQS Actividades anti- T. cruzi decadena EP e Y in vitro e invivo

Inhibidores potentes deSQS y activos contraepimastigotes yamastigotes.

In vivo, E5700 resultómás efectivo.

Benz, TAK-187(Corrales y cols., 2005)

SQS y otros Actividades anti-T. cruzi decadena Tulahuen in vivo

Ambos produjeronsupresión de laparasitemia, pero TAK-187 tuvo menos efectossecundarios.

Ketoconazol y Benz(Araujo y cols., 2000)

In vivo, actividad anti-T. cruzide cadenas CL, Y ycolombiana.

Keto+Benz tuvo efectosinérgico solo en lascadenas CL e Y.

Azasteroles(Lorente y cols., 2004) 24-SMT

Actividad anti-T. cruzi decadena Tulahuen in vitro.

Efectos antiproliferativos.

Farnesil-O-NH-PA

ester, farnesil-NH-PMM y rCrVFM(Yokoyama y cols.,

1998)

PFT Efecto en epimastigotes yamastigotes de cadenaTulahuen y CL

Inhiben PFT deamastigotes.

Epimastigotes resultaronresistentes a la inhibiciónde la farnesilación deproteínas.

Tipifarnib(Hucke y cols., 2005)

PFT/esterol 14-demetilasa

Efecto en amastigotes in vitro.Proponen mecanismo

alterno para el efecto anti-T. cruzi.

Bisfosfonatosderivados de ácidos

grasos(Szajnman y cols.,

2001)

FPPS Actividad anti-T. cruzi in vitroen amastigotes yepimastigotes

Inhibidores potentes ycompetitivos de FPPS.Inhibieron amastigotes,

pero no a epimastigotes.

Derivadosbisfosfonatos sin el

grupo hidroxil(Szajnman y cols.,

2003)

FPPS Efecto en amastigotes in vitro

Inhibidores potentes ycompetitivos de FPPS.Inhibidores deamastigotes.

135




1-amino-1,1-bisfosfonatos

(Szajnman y cols.,2005)

FPPS Actividad anti-T. cruzi enepimastigotes y amastigotes.

Inhibidores potentes ycompetitivos de FPPS.Inhibieron amastigotes,pero no a epimastigotes.

Risedronato(Bauzahzah y cols.,

2005)FPPS

tripanosomiasis en ratonesCD-1 infectados contripomastigotes de cadenaBrazil y en ratones C57Black/6 infectados contripomastigotes de cadenaTulahuen

Efecto sobre lasobrevivencia y laparasitemia en la infeccióncon la cadena Brazil, noefecto sobre la cadenaTulahuen.

Pseudopéptidosderivados de

fluorometil-ketonaNo se menciona

Detienen infección de T.cruzi, pero los efectossecundarios se presentanantes que el efectodeseado.

Péptidos vinil-sulfonas(Lakdar-Ghazal y cols.,

2002)

Cruzain

No se menciona

Cura en ratonesinfectados con T. cruzi.K11777 entró en losensayos clínicos enhumanos.

Diazometilketonas(Caffrey y cols., 2000)

Cruzain No se menciona

Detienen ladiferenciación deepimastigotes atripomastigotes en y

alteran la invasión detripomastigotes a célulashuésped.

Mu-F-hF-VSPh y Mu-F-hF FMK (Engel,

Doyle, Palmer y cols.,1998)

Cruzain

Efecto de CPIs en elcrecimiento de epimastigotesde T. cruzi de cadena Y invitro.

CPI irreversibles.

Mu-F-hF-VSΦ (Engel, Doyle y cols.,

1998)Cruzain

Inhibición del crecimiento deamastigotes de cadena Y invitro.Ratones C3H infectados conT. cruzi de cadena Y en fase

aguda y en fase crónica

Bloqueo del ciclointracelular ocasionandola muerte del amastigotein vitro.Resultados alentadores invivo.

Mu-F-hF-VSΦ y N-Pip-F-hF- VSΦ, (Engel y

cols., 2000)Cruzain

Efectos de CPIs sobreepimastigotes resistentes aCPI. De CA-I/72 a CA-I/KR(clon resistente a CPI)

Resistencia a CPI.

Z- (SBz)Cys-Phe-CHN2 (Yong y cols.,

2000)Cruzain

Línea celular T. cruzi fenotípicamente estable (R-Dm28 a partir de Dm28c)

Resistencia a CPI.

136




Derivados de tiazidina(Muelas y cols., 2002)

No identificadoRatones NMRI infectados contripomastigotes de cadena Y

Efectividad menor a la deNif

Derivados de diaminasaromáticas: DB75

(furamidina) y DB569(de Souza ycols.,2006)

No identificado Cadena Y

Mayor actividad de DB569que furamidina.Causan muerte similar aapoptosis.

DB569(de Souza y cols.,

2006)No identificado

Raton Swiss infectado de T.cruzi de cadena Y

Menos efectivo que Benz,pero menor toxicidad.

Dinitroanilinas:

Trifuralin(Zaidenberg y cols.,1999)

No identificado

Epimastigotes, amastigotes y

tripomastigotes del clonBraCl5C2 in vitro e in vivo enratones CFI, modelo agudo.

Más efectivo que Benz

Dinitroanilinas:Trifuralin

(Zaidenberg y cols.,2006)

No identificadoRatones CFl infectados contripomastigotes del clonH510C8C3, modelo crónico.

Más efectivo que Benz ymenor toxicidad.

Derivadosnitroimidazoles:

etanidazol(Petray y cols., 2004)

No identificadoTripomastigotes yamastigotes de cadena RAin Vitro.

Más activo contraamastigotes.Menos efectivo que Benz,

pero menor toxicidad.

Dialquilaminas(Aran y cols., 2005)

No identificado Amastigotes de cadenaBrener in Vitro.

Actividad anti-T. cruziespecífica.

Derivados de indazol(Gerpe y cols., 2006)

No identificadoEpimastigotes ytripomastigotes de cadenasBrener y Tulahuen.

Algunos con alta actividadanti-T. cruzi en ambosestadíos.

Ketoconazol,Terbinafina (Urbina y

cols., 1988)No identificado

Epimastigote y amastigote decadena EP

Ambos son potentesagentes Antiproliferativosespecialmente contra elamastigote.

Cada uno potencia al otro.

Ketoconazol yterbinafina (Lazardi y

cols., 1990)No identificado

Epimastigotes y amastigotesde cadena Y y EP

Alteracionesultraestructurales.Efectos potenciados aladministrarse encombinación

138




Eupomatenoid-7 de A. taliscana

(Abe y cols., 2002)No identificado

Actividad sobreepimastigotes de cadena H6in vitro.

Actividad tripanocida

Garciniaxantona B deG. subelliptica MERR


Actividad sobretripomastigotes yepimastigotes


Guttiferona A de G.intermedia y

jacareubin, 6-deoxijacareubin y 8 de

C. brasiliense (Abe y cols., 2004)

No identificado Actividad sobretripomastigotes


Withanolides dePhysalis angulata L(Nagafuji y cols., 2004)

No identificado

Actividad sobre

tripomastigotes yepimastigotes de T. cruzi invitro


(mayor contraepimastigotes) y tambiéntóxicos para célulasHeLa.

Compuestos aisladosde P. americana


Actividad contratripomastigotes yamastigotes de T. cruzi invitro

Igual actividad tripanocidacontra epimastigotes ytripomastigotes.

Withanolides de P.americana


Actividad contratripomastigotes

Actividad tripanocidadébil.

Veneno de B. jararaca

(Deolindo y cols.,2005)

No identificado Actividad contraepimastigotes de cadena Y

Muerte en epimastigotes

al desencadenarse lamuerte celularprogramada

Ajoene(Gallwitz y cols., 1999)

TR No se mencionaInhibidor covalente de TRy también de GR humana.

Eupomatenoide-5,eupomatenoide-6 y

conocarpan de Piperregnelli

(Luize y cols., 2006)

No identificado Actividad sobre epimastigotesde cadena Y in vitro.

Actividad tripanocidaselectiva

Alcaloides de

Aconitum, Delphinium y Consolida spp

(González ycols.,2006)

No identificado Actividad sobre epimastigotesde cadena Maracay


20α-hidroxi-tingenonay ácido epikatonico de

A. populnea

(Duarte y cols., 2002)

No identificado Actividad contra de Schizotrypanum [T. (S) cruzi]


139



Compuestos Blanco Ensayos realizados ResultadosCompuestos ailsados

de de A. mellifera(Da Silva Cunha y

cols., 2004)

No identificado T. cruzi de cadena YMenor actividadtripanocida que losfármacos de referencia.

Ácido ursólico,

oleanolico y betulinicode R. officinalis

(Abe y cols., 2002)

No identificado Actividad contraepimastigotes de cadena H6

Actividad tripanocida.

Ácido ursólico yoleánico de A.

triplinervia(Leite y cols., 2006)

No identificado Actividad sobretripomastigotes de cadena Yy CL

Actividad tripanocida.

Azorellanol y ácidomulin-11,3-dien-20-oico de A. compacta(Araya y cols., 2003)

No identificado

Actividad sobreepimastigotes,tripomastigotes y amastigotesde cadenas Tulahuen, SPA-14 y clon CL Brener.

Actividad tripanocida ytambién toxicidad paracélulas mamíferas.

Timo y timol de

O.vulgare y T. vulgaris (Santoro y cols., 2007) No identificado

Actividad in vitro sobre

epimastigotes ytripomastigotes de cadena Y


mayor contratripomastigotes.Compuestos aislados

de D. komarovi (Saeidnia y cols.,

2004)

No identificado Actividad sobre epimastigotes Actividad tripanocida

Lactona dehidrocostus,zaluzanin D y (1R,4S)-1-hidroperoxi-p-ment-2-en-8-ol acetato de L.

nobilis(Uchiyama y cols.,

2002)

Probable: sistemaredox tripanotión

Actividad sobreepimastigotes


140



VIII. REFERENCIA BIBLIOGRÁFICA

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Iris Georgina Barajas Sanchez

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